1. Trang chủ
  2. » Luận Văn - Báo Cáo

(Luận văn thạc sĩ) kiểm nghiệm một số chỉ tiêu của vacxin kyoto biken porcine parvovirus nhập từ nhật bản phòng bệnh rối loạn sinh sản do virus parvo gây ra trên lợn

80 13 0

Đang tải... (xem toàn văn)

Tài liệu hạn chế xem trước, để xem đầy đủ mời bạn chọn Tải xuống

THÔNG TIN TÀI LIỆU

Thông tin cơ bản

Tiêu đề Kiểm Nghiệm Một Số Chỉ Tiêu Của Vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus Nhập Từ Nhật Bản Phòng Bệnh Rối Loạn Sinh Sản Do Virus Parvo Gây Ra Trên Lợn
Tác giả Đỗ Huyền Trang
Người hướng dẫn PGS.TS. Bùi Trần Anh Đào
Trường học Học viện Nông nghiệp Việt Nam
Chuyên ngành Thú y
Thể loại luận văn thạc sĩ
Năm xuất bản 2017
Thành phố Hà Nội
Định dạng
Số trang 80
Dung lượng 758,62 KB

Cấu trúc

  • Phần 1. Mở đầu (16)
    • 1.1. Tính cấp thiết của đề tài (16)
    • 1.2. Mục tiêu nghiên cứu (17)
    • 1.3. Ý nghĩa khoa học và thực tiễn của đề tài (17)
  • Phần 2. Tổng quan tài liệu (18)
    • 2.1. Bệnh rối loạn sinh sản do porcine parvovirus gây ra trên lợn (18)
      • 2.1.1. Lịch sử bệnh (18)
      • 2.1.2. Tình hình nghiên cứu trong và ngoài nước về PPV (19)
    • 2.2. Truyền nhiễm học (21)
      • 2.2.1. Đặc điểm của virus (21)
      • 2.2.2. Đặc điểm dịch tễ học (23)
      • 2.2.3. Cơ chế sinh bệnh (23)
      • 2.2.4. Triệu chứng (24)
      • 2.2.5. Bệnh tích (26)
      • 2.2.6. Chẩn đoán (27)
      • 2.2.7. Miễn dịch chống PPV (29)
      • 2.2.8. Phòng và kiểm soát bệnh (30)
    • 2.3. Vacxin và vacxin phòng bệnh gây ra do PPV (31)
      • 2.3.1. Khái niệm về vacxin (31)
      • 2.3.2. Đặc tính cơ bản của vacxin (32)
      • 2.3.3. Phân loại vacxin (32)
      • 2.3.4. Nguyên lý sử dụng vacxin (34)
      • 2.3.5. Quy luật hình thành kháng thể sau khi sử dụng vacxin ở động vật 19 2.3.6. Vacxin phòng bệnh gây ra do PPV (34)
  • Phần 3. Vật liệu và phương pháp nghiên cứu (36)
    • 3.1. Địa điểm nghiên cứu (36)
    • 3.2. Thời gian nghiên cứu (36)
    • 3.3. Đối tượng/vật liệu nghiên cứu (36)
    • 3.4. Nội dung nghiên cứu (36)
    • 3.5. Phương pháp nghiên cứu (36)
      • 3.5.1. Kiểm tra tính vô trùng của vacxin (36)
      • 3.5.2. Kiểm tra tính an toàn của vacxin (39)
      • 3.5.3. Kiểm tra hiệu lực của vacxin (40)
      • 3.5.4. Đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin (45)
  • Phần 4. Kết quả và thảo luận (49)
    • 4.1. Kết quả kiểm tra tính vô trùng của vacxin (49)
    • 4.2. Kết quả kiểm tra tính an toàn của vacxin (52)
      • 4.2.1. Các triệu chứng lâm sàng của lợn và các phản ứng cục bộ tại vị trí tiêm (52)
  • trong 21 ngày sau khi tiêm vacxin (0)
    • 4.2.2. Thân nhiệt của lợn thí nghiệm trong 21 ngày sau khi tiêm vacxin 38 4.2.3. Theo dõi sự tăng trọng của lợn thí nghiệm trong 21 ngày sau khi tiêm (53)
  • vacxin 40 4.3. Kết quả kiểm tra hiệu lực của vacxin (41)
    • 4.4. Kết quả đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin (59)
      • 4.4.1. Kết quả kiểm tra đặc tính của vacxin trong thời gian bảo quản (60)
      • 4.4.2. Kết quả kiểm tra tính vô trùng của vacxin trong thời gian bảo quản (62)
      • 4.4.3. Kết quả kiểm tra tính an toàn của vacxin trong thời gian bảo quản 48 4.4.4. Kết quả kiểm tra hiệu lực của vacxin trong thời gian bảo quản (63)
      • 4.4.5. Kết quả kiểm tra độ ổn định pH của vacxin trong thời gian bảo quản (71)
      • 4.4.6. Đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin (72)
    • 4.5. Đánh giá về vacxin kyoto biken porcine parvovirus (72)
    • 5.1. Kết luận (74)
      • 5.1.1. Kết quả kiểm nghiệm vacxin (74)
      • 5.1.2. Kết quả đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin (74)
    • 5.2. Kiến nghị (75)
  • Tài liệu tham khảo (76)

Nội dung

Vật liệu và phương pháp nghiên cứu

Địa điểm nghiên cứu

Đề tài được tiến hành tại:

- Trung tâm kiểm nghiệm thuốc thú y TW1 Địa chỉ: Phường Phương Mai – Đống Đa – Hà Nội

- Công ty TNHH Kyoto Biken Hanoi Laboratories Địa chỉ: Khu công nghiệp Thăng Long II – Yên Mỹ – Hưng Yên.

Đối tượng/vật liệu nghiên cứu

Vắc xin Kyoto Biken Porcine Parvovirus là sản phẩm vô hoạt nhập khẩu từ Nhật Bản, được sản xuất từ chủng 90HS-SK, có khả năng gây nhiễm trên tế bào SK-H tại công ty Kyoto Biken Laboratories Inc, Nhật Bản.

Mỗi liều vắc xin chứa ít nhất 2x10 7 TCID 50 Porcine Parvovirus

- Động vật thí nghiệm: lợn cái ở độ tuổi 150 ngày, là con lai giữa lợn đực Duroc với nái F1 (Landrace x Yorkshire), không có kháng thể chống Porcine Parvovirus.

Nội dung nghiên cứu

- Kiểm tra tính vô trùng, tính an toàn và hiệu lực của vacxin

- Đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin.

Phương pháp nghiên cứu

3.5.1 Kiểm tra tính vô trùng của vacxin

Khi sử dụng vacxin cho động vật, yêu cầu về tính vô trùng là rất quan trọng, đảm bảo vacxin không bị nhiễm vi sinh vật, đặc biệt là vi sinh vật gây bệnh Thử nghiệm vô trùng có thể thực hiện qua hai phương pháp: phương pháp màng lọc và phương pháp cấy trực tiếp Phương pháp màng lọc sử dụng bơm chân không để hút vacxin qua màng lọc với kích thước lỗ nhỏ hơn hoặc bằng 0.45μm, giữ lại vi khuẩn và nấm, sau đó rửa màng để loại bỏ chất ức chế và nuôi cấy trong môi trường thích hợp Trong nghiên cứu này, phương pháp cấy trực tiếp được áp dụng để kiểm tra tính vô trùng của vacxin, sử dụng hai loại môi trường là Thioglycolat (TGC) và Soybean Casein Digest (SCD).

- Môi trường TGC được dùng để phát hiện vi khuẩn hiếu khí và kỵ khí.

Môi trường SCD là công cụ quan trọng để phát hiện vi khuẩn hiếu khí và nấm Quy trình kiểm tra được thực hiện theo phương pháp thử vô trùng đối với vaccine và chế phẩm sinh học trong thú y, theo quy định của TCVN 8684:2011.

3.5.1.1 Dụng cụ, thiết bị, nguyên vật liệu a Dụng cụ, thiết bị

- Thìa cân, cốc cân/ giấy cân;

- Chai thủy tinh có chia vạch;

- Ống nghiệm có đường kính 23x150mm;

- Pipet thủy tinh vô khuẩn 10ml;

- Máy khuấy từ gia nhiệt;

- Lò hấp tiệt trùng b Nguyên vật liệu

- Nước tinh khiết Bulk Purified Water;

- Bột Thioglycolat (TGC) (Hãng Merck);

- Bột Soybean Casein Digest (SCD) (Hãng Merck)

3.5.1.2 Tiến hành a Pha môi trường thử vô trùng

- Tính lượng môi trường cần pha;

- Cân bột TGC và SCD theo tỷ lệ: 30g/1000ml;

- Chuẩn bị chai đựng, dán nhãn, ghi ngày pha;

- Cho 1/2 - 1/3 lượng nước vào từng chai

TGC: sử dụng nước nóng khoảng 70 o C

SCD: sử dụng nước ở nhiệt độ thường

- Thêm lượng bột TGC và SCD đã cân vào từng chai đó

Thêm lượng nước còn lại vào chai cho đủ thể tích cần thiết, nghiêng chai để rót nước từ miệng chai xuống, giúp hòa tan hoàn toàn bột còn dính trên thành chai.

- Cho nam châm vào, sử dụng máy khuấy từ thực hiện khuấy cho tan hoàn toàn

- Dùng pipet hút 15ml TGC, SCD môi trường cho vào ống nghiệm, xếp ống nghiệm lên giá Đạy nút silicon xốp sâu tới 2/3 nút

Ghi nhãn đầy đủ các thông tin: Tên môi trường, ngày pha, hạn sử dụng

- Hấp tiệt trùng môi trường đã chia trong các ống nghiệm ở

- Sau khi kết thúc quá trình tiệt trùng, để nguội môi trường ở nhiệt độ phòng.

Môi trường đã pha có thể bảo quản ở nhiệt độ phòng (15 - 25 o C) và sử dụng trong 3 tuần b Quy trình thử vô trùng

Thử nghiệm vô trùng cần được tiến hành trong tủ an toàn sinh học loại II cấp A, trong môi trường phòng sạch cấp B Phòng sạch phải đảm bảo kiểm soát áp suất, nhiệt độ, độ ẩm, tốc độ trao đổi khí và giám sát vi sinh Người thực hiện phải sử dụng phương tiện bảo hộ vô trùng và tuân thủ nghiêm ngặt các quy trình ra vào khu vực sạch.

- Lấy mẫu vacxin ra khỏi nơi bảo quản, lau cồn ngoài vỏ lọ vacxin trước khi chuyển vào Clean Bench

- Thể tích mẫu vacxin được lấy để cấy:

Môi trường TGC: 1ml mẫu/ ống x 2 ống thử;

0.5ml mẫu/ ống x 2 ống thử

Môi trường SCD: 1ml mẫu/ ống x 2 ống thử;

0.5ml mẫu/ ống x 2 ống thử

- Lắc đều mẫu vacxin, mở nắp lọ và dùng pipet thủy tinh hút mẫu vacxin vào ống môi trường Lắc đều

- Sử dụng 2 ống thử của mỗi loại môi trường TGC và SCD, cấy 1ml nước cất/ ống để làm đối chứng

- Các ống môi trường TGC sau khi cấy được nuôi ở nhiệt độ 36 – 38 o C, các ống môi trường SCD được nuôi ở nhiệt độ 20 – 25 o C trong 14 ngày. c Đánh giá

Sau khi nuôi cấy, cần đọc kết quả ở các thời điểm 3-5 ngày, 7-9 ngày và 14 ngày sau khi cấy Việc này được thực hiện bằng cách so sánh màu sắc và độ đục của ống mẫu vaccine với ống đối chứng cùng loại.

- Kết quả dương tính khi môi trường tạo váng, đục hoặc lắng cặn;

- Kết quả âm tính khi môi trường không có sự thay đổi về màu sắc và độ đục, giống ống đối chứng

Vacxin được coi là vô trùng khi tất cả các ống thử đều âm tính sau 14 ngày nuôi cấy

Trong trường hợp ống thử dương tính, làm tiêu bản nhuộm Gram, soi kính hiển vi để phát hiện loại vi sinh vật tiến hành nhắc lại thử nghiệm.

Sản phẩm được coi là vô trùng nếu không bị nhiễm trong lần kiểm tra thứ hai Nếu lần kiểm tra thứ hai phát hiện cùng loại vi sinh vật như lần đầu, sản phẩm không đạt tiêu chuẩn vô trùng Trong trường hợp bị nhiễm với loại vi sinh vật khác ở lần kiểm tra thứ hai, cần tiến hành thử nghiệm lần ba.

Sản phẩm được coi là vô trùng nếu kết quả kiểm tra lần thứ ba không có nhiễm Ngược lại, nếu có bất kỳ sự nhiễm nào, dù chỉ một ống, trong lần kiểm tra thứ ba, sản phẩm sẽ không đảm bảo tính vô trùng.

3.5.2 Kiểm tra tính an toàn của vacxin

An toàn là tiêu chí quan trọng của vacxin, và vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus là một ví dụ điển hình Độ an toàn của vacxin này được đánh giá thông qua các thử nghiệm sử dụng liều gấp đôi so với khuyến cáo.

Quy trình kiểm tra được áp dụng theo phương pháp được quy định trong 31VR-10/KN1 tại trung tâm kiểm nghiệm thuốc thú y TW1

Sử dụng 6 lợn cái là con lai giữa lợn đực Duroc với nái F1 (Landrace x Yorkshire) ở độ tuổi 150 ngày, khỏe mạnh

Thí nghiệm được bố trí như sau:

- Lô đối chứng (03 con): không tiêm vacxin;

- Lô thí nghiệm (03 con): mỗi lợn được tiêm dưới da với 02 liều vacxin ghi trên nhãn

- Lợn được theo dõi các triệu chứng lâm sàng toàn thân và các phản ứng cục bộ tại vị trí tiêm trong vòng 21 ngày sau khi tiêm vacxin

Phản ứng toàn thân bao gồm: Sốc phản vệ, sốt, kém ăn, bỏ ăn, thở khó bất thường, chảy nước bọt, …

Phản ứng cục bộ tại vị trí tiêm: Sưng, áp xe, viêm

Nếu có lợn chết sẽ tiến hành mổ khám và kiểm tra bệnh tích

Ghi chép chi tiết số lợn ốm, chết Mô tả chi tiết triệu chứng lâm sàng và bệnh tích nếu động vật chết

- Thể trọng: Thể trọng của từng lợn trong thí nghiệm được cân ngay trước khi tiêm vacxin và ngay sau khi quá trình thí nghiệm kết thúc

Sau khi tiêm vắc xin, nếu lợn sống khỏe mạnh và phát triển bình thường trong 21 ngày mà không có phản ứng bất thường, thì vắc xin được coi là an toàn.

- Nếu lợn xuất hiện các triệu chứng bất thường liên quan đến vacxin thì vacxin không đảm bảo tính an toàn

3.5.3 Kiểm tra hiệu lực của vacxin

Kiểm tra hiệu lực của vaccine là một yêu cầu quan trọng để đảm bảo rằng vaccine mang lại hiệu quả bảo vệ cho động vật trước các tác nhân gây bệnh cụ thể.

Có nhiều phương pháp kiểm tra hiệu lực như công cường độc, định lượng kháng nguyên, định lượng kháng thể trong huyết thanh, thử hiệu lực lâm sàng.

PPV là virus gây ngưng kết hồng cầu, và để kiểm tra hiệu lực của vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus, phương pháp định lượng kháng thể trong huyết thanh được sử dụng Việc này được thực hiện tại thời điểm có miễn dịch chắc chắn sau khi tiêm vacxin thông qua phản ứng HI Hiệu giá của phản ứng HI sẽ được dùng để đánh giá hiệu lực của vacxin.

Quy trình kiểm tra được áp dụng theo phương pháp được quy định trong 31VR-10/KN1 tại trung tâm kiểm nghiệm thuốc thú y TW1

Nghiên cứu sử dụng 6 lợn cái lai giữa lợn đực Duroc và nái F1 (Landrace x Yorkshire) ở độ tuổi 150 ngày Kiểm tra hiệu giá kháng thể trong máu của lợn bằng phản ứng HI, với tiêu chuẩn là lợn có hiệu giá kháng thể < 10, tức là âm tính với kháng thể chống Porcine Parvovirus, để đảm bảo đủ tiêu chuẩn cho thí nghiệm.

- Lô đối chứng (03 con): không tiêm vacxin;

- Lô miễn dịch (03 con): mỗi lợn được tiêm dưới da với 01 liều vacxin ghi trên nhãn

3 Không dùng vacxin Tiêm 2ml/con, tiêm

- Theo dõi triệu chứng lâm sàng

- Lấy máu kiểm tra kháng thể

- Theo dõi triệu chứng lâm

2 Lô miễn dịch 03 dưới da Tiêm 2 mũi cách nhau 04 tuần sàng

- Lấy máu kiểm tra kháng thể

- Hai lô thí nghiệm được theo dõi triệu chứng lâm sàng liên tục

49 ngày sau khi tiêm vacxin

- Lấy máu toàn bộ lợn ở lô miễn dịch và đối chứng tại thời điểm

28 ngày sau khi tiêm vacxin mũi 1 và 21 ngày sau khi tiêm mũi 2, chắt lấy huyết thanh và kiểm tra hàm lượng kháng thể bằng phản ứng HI

3.5.3.2 Phản ứng HI a Dụng cụ, thiết bị Ống nghiệm nhỏ, pipet man, pipet đa kênh, pipet thủy tinh, đầu tip, chai thủy tinh, phiến 96 giếng, ống ly tâm 50mL, mixer, máy ly tâm, cân phân tích, cối, khăn lau tẩm cồn b Nguyên vật liệu

- PBS 1x, chất chống đông Alserve, bột Kaolin;

- Kháng nguyên Porcine Parvovirus c, Phương pháp tiến hành

- Cân 25g bột Kaolin Đổ toàn bộ bột Kaolin ra cối;

- Dùng pipet thủy tinh hút 20mL PBS1x nhả vào bột Kaolin trong cối;

- Chà Kaolin trong cối cho đến khi tạo thành hỗn dịch mịn, đồng nhất;

- Dùng pipet 10mL hút hết toàn bộ hỗn dịch Kaolin trong cối vào ống Falcol;

- Tiến hành ly tâm với tốc độ 3000 vòng/ 5 phút;

- Dùng bơm hút chân không hút bỏ phần dịch nổi sau ly tâm;

- Hòa cặn Kaolin với 10mL PBS1x, mix đều để tạo hỗn dịch;

- Dùng pipet 10mL hút hết toàn bộ hỗn dịch Kaolin vào cối (đã rửa sạch);

- Tráng lại ống Falcol bằng 10mL PBS1x rồi đổ vào cối;

- Chà hỗn dịch Kaolin trong cối cho đến khi tạo thành hỗn dịch mịn, đồng nhất

- Dùng pipet 10mL hút hết toàn bộ hỗn dịch Kaolin vào ống Falcol;

- Tiến hành ly tâm với tốc độ 3000 vòng/ 5 phút;

- Dùng bơm hút chân không hút bỏ phần dịch nổi sau ly tâm, giữ lại cặn Kaolin;

- Cho khoảng 50mL PBS1x vào chai thủy tinh;

- Hút 10 mL PBS1x vào ống Falcol chứa cặn Kaolin, mix đều để tạo hỗn dịch;

- Hút toàn bộ hỗn dịch Kaolin vào chai thủy tinh chứa PBS1x;

- Tráng lại ống Falcol bằng 10mL PBS1x rồi đổ vào chai thủy tinh;

- Bổ sung PBS1x vừa đủ 100mL được dung dịch Kaolin 25%

* Rửa và pha hồng cầu gà 0.5%

- Ly tâm máu gà đựng trong ống Falcol có chứa Alserver với tốc độ 2500 vòng/ 5 phút;

- Dùng bơm hút chân không hút bỏ phần dịch nổi sau ly tâm;

- Thêm PBS1x vừa đủ 40mL vào ống Falcol, lắc nhẹ và đều rồi đem ly tâm với tốc độ 2500 vòng/ 5 phút;

- Dùng bơm hút chân không hút bỏ phần dịch nổi sau ly tâm;

Thêm 40mL PBS1x và lặp lại quy trình ly tâm, hút, rửa cho đến khi dịch nổi sau ly tâm trở nên trong suốt, thường mất khoảng 3 đến 4 lần thực hiện.

- Ở lần cuối cùng hút dịch nổi sau ly tâm, hút bỏ hoàn toàn PBS1x, phần còn lại là hồng cầu đặc 100%;

- Pha hồng cầu 0.5% bằng PBS1X từ hồng cầu đặc 100% với lượng vừa đủ cho thử nghiệm

* Xử lý huyết thanh lợn

- Cho 0.4ml PBS vào ống nghiệm;

- Thêm 0.1ml huyết thanh mẫu vào ống nghiệm;

- Thêm 0.5ml dung dịch Kaolin 25% vào ống nghiệm và nút ống nghiệm lại; Như vậy, huyết thanh đã được pha loãng 1/10

- Trộn đều bằng mixer Ủ ở nhiệt độ phòng trên 20 phút Trong thời gian đó, cứ 5 phút mix lại 1 lần;

- Ly tâm trong 20 phút với tốc độ 2500 vòng/phút;

Thực hiện thu dịch nổi và chuyển vào ống nghiệm khác Tiếp theo, thêm 0.03ml hồng cầu gà, lắc nhẹ và ủ ở nhiệt độ phòng trong 15 phút Trong quá trình ủ, lắc lại 1 lần sau mỗi 5 phút.

ngày sau khi tiêm vacxin

4.3 Kết quả kiểm tra hiệu lực của vacxin

Kết quả đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin

Vaccine cần được bảo quản ở nhiệt độ từ 2 đến 8 độ C Để xác định thời gian bảo quản, cần kiểm tra các chỉ tiêu như đặc tính vật lý, tính vô trùng, tính an toàn, tính hiệu lực và độ ổn định pH sau những khoảng thời gian nhất định Hạn sử dụng của vaccine được xác định là khoảng thời gian mà vaccine vẫn duy trì tính ổn định và đạt tiêu chuẩn khi kiểm nghiệm, đảm bảo an toàn và hiệu quả trong phòng bệnh.

Trong quá trình bảo quản vacxin, cần định kỳ lấy mẫu vào các thời điểm 0, 6, 12, 18, 24 và 30 tháng sau khi hoàn tất sản xuất để thực hiện kiểm tra Số lượng mẫu kiểm tra sẽ thay đổi tùy thuộc vào từng chỉ tiêu cụ thể.

4.4.1 Kết quả kiểm tra đặc tính của vacxin trong thời gian bảo quản Vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus được đóng lọ dưới dạng dung dịch, mỗi lọ chứa 20ml Khi sử dụng, dung dịch vacxin sẽ được lắc đều, sau khi lắc, dung dịch có màu đỏ cam đồng nhất và không có dị vật Chất lượng của vacxin sau một thời gian bảo quản một phần được đánh giá bằng cảm quan thông qua các đặc tính vật lý Nếu những đặc tính này bị biến đổi như thay đổi màu sắc, kết cấu, xuất hiện dị vật bên trong lọ, vacxin bị vón cục, sau khi lắc dung dịch vacxin không đồng nhất, vẫn phân thành các lớp rõ rệt thì những lọ vacxin này không đảm bảo chất lượng để sử dụng cho vật nuôi Trong điều kiện bảo quản được khuyến cáo ở nhiệt độ từ 2 – 8 o C, tránh ánh sáng mặt trời, vacxin đạt tiêu chuẩn chất lượng cần phải giữ được tính ổn định về các đặc tính vật lý: màu sắc, độ trong suốt, không có dị vật bên trong lọ vacxin và giữ được tính đồng nhất ban đầu. Để kiểm tra đặc tính của vacxin trong thời gian bảo quản, tiến hành lấy mẫu từ các lô 74, 75, 76, mỗi lô lấy ngẫu nhiên 10 lọ vacxin để kiểm tra Kiểm tra này được tiến hành tại các thời điểm 0, 6, 12, 18, 24 và 30 tháng sau bảo quản bằng những quan sát cảm quan Các thông tin của từng lọ vacxin sau khi kiểm tra, đánh giá được ghi chép đầy đủ

Kết quả kiểm tra đặc tính của vacxin tại các thời điểm theo dõi như sau:

Bảng 4.8 Kết quả đánh giá đặc tính của vacxin trong thời gian bảo quản

(tháng) 0 6 12 18 24 30 0 6 12 18 24 30 0 6 12 18 24 30 Kết quả kiểm tra đặc tính của vacxin ở bảng 4.8 cho thấy:

Tất cả các lọ vaccine đều được kiểm tra định kỳ để đảm bảo đáp ứng các yêu cầu về đặc tính vật lý Sau khi lắc đều, dung dịch vaccine có màu đỏ cam, trong suốt, đồng nhất và hoàn toàn không chứa dị vật.

Vaccine có thể duy trì các đặc tính vật lý ban đầu và đủ tiêu chuẩn bảo quản trong thời gian lên đến 30 tháng Để đảm bảo hiệu quả phòng bệnh cho vật nuôi, vaccine cần được bảo quản ở nhiệt độ thích hợp và tránh ánh nắng mặt trời Việc chú ý đến các đặc tính vật lý của lọ vaccine trước khi sử dụng là rất quan trọng để kiểm soát chất lượng, từ đó nâng cao hiệu quả phòng bệnh trong chăn nuôi và giảm thiểu rủi ro do vaccine không đạt tiêu chuẩn.

Một số thông tin và đặc điểm của lọ vacxin cần phải kiểm tra trước khi sử dụng bao gồm:

Thông tin trên nhãn của vắc xin bao gồm tên vắc xin, số lô, số liều sử dụng, ngày sản xuất, số kiểm nghiệm xuất xưởng, thời hạn sử dụng và quy cách bảo quản Cần chú ý đến các hư hỏng có thể xảy ra trong lọ vắc xin như nút chai chặt hay lỏng, tình trạng nguyên vẹn hay bị rách, lớp sáp phủ bên ngoài và tình trạng rạn nứt của lọ vắc xin.

Tình trạng vacxin bên trong lọ: màu sắc, kết cấu, độ đồng nhất, có bị vón cục hoặc có dị vật không

4.4.2 Kết quả kiểm tra tính vô trùng của vacxin trong thời gian bảo quản Vô trùng là yêu cầu cơ bản nhất của một vacxin Vacxin được bảo quản trong thời gian dài vẫn cần được đảm bảo yêu cầu về tính vô trùng Để đánh giá tính vô trùng của vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus trong thời gian bảo quản, tiến hành lấy mẫu vacxin từ các lô 74, 75, 76, mỗi lô lấy ngẫu nhiên 2 lọ vacxin tại các thời điểm 0, 12, 24 và 30 tháng để kiểm tra.

Phương pháp kiểm tra vô trùng được thực hiện trong buồng cấy vô trùng cấp độ A, nằm trong phòng sạch cấp độ B Phòng này duy trì áp lực dương và được giám sát liên tục về nhiệt độ, độ ẩm và áp suất để đảm bảo điều kiện vô trùng.

Mỗi lọ vacxin được cấy vào hai loại môi trường TGC và SCD, với mỗi loại môi trường được cấy trên bốn ống thử Cụ thể, hai ống thử sẽ cấy 1ml vacxin và hai ống thử cấy 0.5ml vacxin Sau khi cấy, các ống môi trường TGC được nuôi ở nhiệt độ 36 độ C.

– 38 o C trong 14 ngày Các ống môi trường SCD sau khi cấy được nuôi ở nhiệt độ 20 – 25 o C trong 14 ngày

Sau khi nuôi cấy, kết quả cần được đọc vào các thời điểm 3-5 ngày, 7-9 ngày và 14 ngày sau khi cấy Việc so sánh màu sắc và độ đục giữa ống mẫu vaccine và ống đối chứng cùng loại sẽ giúp đánh giá hiệu quả của quá trình nuôi cấy.

Kết quả dương tính khi môi trường tạo váng, đục hoặc lắng cặn

Kết quả âm tính khi môi trường không có sự thay đổi về màu sắc và độ đục, giống ống đối chứng

Vacxin được đánh giá là vô trùng khi tất cả các ống thử đều cho kết quả âm tính sau 14 ngày nuôi cấy

Kết quả theo dõi thử nghiệm tính vô trùng của vacxin tại các thời điểm được thể hiện ở bảng sau:

Bảng 4.9 Kết quả đánh giá tính vô trùng của vacxin trong thời gian bảo quản

* : Số ống thử nghiệm dương tính đối với vi khuẩn và nấm/số ống thử nghiệm được cấy mẫu vacxin/ số lọ vacxin thử nghiệm

Bảng 4.9 cho thấy: Ở tất cả các thời điểm tiến hành kiểm tra trên cả

Trong nghiên cứu thử nghiệm ba lô vacxin, không có ống thử nào cho kết quả dương tính trên hai loại môi trường TGC và SCD, chứng tỏ không có hiện tượng nổi váng, lắng cặn hoặc làm đục môi trường Tất cả các ống thử đều giữ được độ trong suốt và không thay đổi màu sắc so với mẫu đối chứng Do đó, có thể khẳng định rằng các mẫu vacxin thử nghiệm không bị nhiễm tạp khuẩn và nấm, đảm bảo yêu cầu vô trùng trong thời gian bảo quản lên đến 30 tháng.

4.4.3 Kết quả kiểm tra tính an toàn của vacxin trong thời gian bảo quản Tính an toàn của vacxin thường được đánh giá thông qua việc thử nghiệm vacxin trên bản động vật hoặc động vật thí nghiệm Ngoài ra, vì Kyoto Biken Porcine Parvovirus là một vacxin vô hoạt, nên để đảm bảo tính an toàn cho động vật sử dụng vacxin và môi trường sau một khoảng thời gian bảo quản, vacxin cần duy trì được tính bất hoạt

4.4.3.1 Kiểm tra tính an toàn của vacxin trong thời gian bảo quản trên động vật thí nghiệm

Nghiên cứu được thực hiện trên 48 vật (lợn), với việc lấy mẫu vacxin từ 3 lô vacxin tại các thời điểm 0, 12, 24 và 30 tháng Mỗi lô vacxin có 2 mẫu tiêm cho 2 chuột lang và 2 mẫu tiêm cho 10 chuột nhắt trắng, với liều 1ml cho mỗi con Các triệu chứng lâm sàng của chuột được theo dõi hàng ngày để phát hiện các biểu hiện bất thường như giảm hoạt động, rụng lông, tiêu chảy và chảy nước mũi Ngoài ra, khối lượng của chuột cũng được ghi nhận trước và sau khi tiêm vacxin sau 7 ngày.

Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã sử dụng 2 chuột lang và 2 chuột nhắt trắng không tiêm vacxin làm đối chứng, nuôi trong cùng điều kiện với các chuột được tiêm vacxin Quá trình theo dõi và ghi chép khối lượng cũng như các triệu chứng lâm sàng diễn ra trong suốt thời gian thử nghiệm Vacxin được xem là an toàn nếu sau khi tiêm, tất cả các chuột đều khỏe mạnh, không có triệu chứng lâm sàng bất thường và có sự tăng trưởng về cân nặng.

Kết quả được thể hiện qua bảng sau:

Bảng 4.10 Kết quả kiểm tra tính an toàn của vacxin trong thời gian bảo quản trên chuột lang

Kết quả theo dõi trên chuột lang cho thấy không có triệu chứng lâm sàng bất thường nào xuất hiện sau khi tiêm vacxin, với tất cả chuột đều khỏe mạnh, ăn uống và vận động bình thường Khối lượng trung bình của chuột tăng từ 57,5g đến 75g trong vòng 7 ngày, cho thấy vacxin không ảnh hưởng xấu đến khả năng sinh trưởng và phát triển của chuột.

Đánh giá về vacxin kyoto biken porcine parvovirus

Cách đây hàng chục năm, vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus được nhập khẩu vào Việt Nam và trải qua kiểm nghiệm ba chỉ tiêu chính: vô trùng, an toàn và hiệu lực Kết quả cho thấy vacxin đạt yêu cầu vô trùng trên môi trường nuôi cấy Thioglycolat (TGC) và Soybean Casein Digest (SCD), an toàn cho lợn được chỉ định và có hiệu giá kháng thể từ 80 đến 160 đơn vị HI, đảm bảo bảo hộ hiệu quả cho động vật khỏi tác nhân gây bệnh Những kết quả kiểm nghiệm ban đầu này cho thấy vacxin đáp ứng tiêu chuẩn quy định, đủ điều kiện để tiến hành khảo nghiệm quy mô lớn nhằm đánh giá hiệu quả và chất lượng khi sử dụng tại Việt Nam.

Vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus đã được chứng minh giữ tính ổn định về đặc tính vật lý và đạt tiêu chuẩn vô trùng trên các môi trường nuôi cấy Thioglycolat (TGC) và Soybean Casein Digest (SCD) An toàn khi tiêm cho chuột lang và chuột nhắt trắng, vacxin không chứa virus sống và có hiệu giá kháng thể trung bình từ 80 – 160 đơn vị HI, bảo vệ động vật khỏi tác nhân gây bệnh Vacxin cũng duy trì pH ổn định sau 30 tháng bảo quản ở nhiệt độ 2 – 8 độ C, tránh ánh sáng mặt trời Thời hạn bảo quản của vacxin được xác định là 27 tháng để đảm bảo chất lượng tối ưu.

PHẦN 5 KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ

Kết luận

Qua kết quả nghiên cứu và phân tích các nội dung của luận văn, chúng tôi rút ra một số kết luận sau đây:

5.1.1 Kết quả kiểm nghiệm vacxin

Vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus đạt cả 3 chỉ tiêu kiểm tra về tính vô trùng, tính an toàn và hiệu lực

- Vô trùng trên các môi trường nuôi cấy bao gồm: Thioglycolat (TGC) và Soybean Casein Digest (SCD)

- An toàn đối với đối tượng lợn được chỉ định sử dụng vacxin

- Hiệu lực: Hiệu giá kháng thể đạt từ 80 – 160 đơn vị HI, đạt hiệu quả bảo hộ cho con vật khỏi tác nhân gây bệnh

5.1.2 Kết quả đánh giá thời hạn bảo quản của vacxin

Vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus đáp ứng đầy đủ các tiêu chuẩn về đặc tính vật lý, tính vô trùng, tính an toàn, hiệu lực và ổn định pH Sản phẩm được kiểm nghiệm khi bảo quản ở nhiệt độ từ 2 – 8 độ C và cần tránh ánh sáng mặt trời.

- Đặc tính của vacxin được giữ ổn định về màu sắc, độ trong suốt, tính đồng nhất và không xuất hiện dị vật bên trong lọ vacxin

- Vô trùng trên các môi trường nuôi cấy bao gồm: Thioglycolat (TGC) và Soybean Casein Digest (SCD)

- An toàn khi tiêm cho động vật thí nghiệm là chuột lang, chuột nhắt trắng và giữ được tính bất hoạt

Khi sử dụng chuột lang để thử nghiệm hiệu lực thay thế cho động vật như lợn, hiệu giá kháng thể trung bình đạt từ 80 đến 160 đơn vị HI, cho thấy khả năng bảo vệ con vật khỏi các tác nhân gây bệnh.

- Độ ổn định pH: Vacxin được đánh giá là giữ được pH ổn định trong khoảng từ 7.2 – 7.3 trong thời gian bảo quản, phù hợp với tiêu chuẩn của vacxin.

Thời hạn bảo quản của vacxin được quyết định là 27 tháng.

Kiến nghị

Cần thực hiện khảo nghiệm quy mô lớn đối với vacxin Kyoto Biken Porcine Parvovirus để đánh giá tính an toàn và hiệu quả của vacxin trước khi cấp phép lưu hành tại Việt Nam.

Cần tiến hành nhiều nghiên cứu và điều tra về bệnh do PPV gây ra tại Việt Nam để hiểu rõ tình hình dịch bệnh Việc này sẽ giúp nâng cao nhận thức và chú trọng hơn đến các biện pháp phòng ngừa, từ đó giảm thiểu thiệt hại do bệnh gây ra.

Ngày đăng: 17/07/2021, 06:32

Nguồn tham khảo

Tài liệu tham khảo Loại Chi tiết
1. Nguyễn Bá Hiên và Trần Thị Lan Hương (2010). Giáo trình Miễn dịch học ứng dụng. NXB Nông Nghiệp, Hà Nội Khác
2. Phạm Hồng Sơn (2005). Giáo trình Vi sinh vật học thú y. NXB Đại học Huế, Huế Khác
3. Phạm Hùng (1999). Vai trò của Porcine Parvovirus trong hội chứng rối loạn sinh sản của lợn ở một số tỉnh miền Trung và nghiên cứu chế vacxin phòng bệnh. Luận án tiến sĩ. Viện Thú y quốc gia Khác
4. Trần Duy Khanh (2004). Hội chứng rối loạn sinh sản ở lợn tại Thái Bình và vai trò của Porcine Parvovirus. Luận án tiến sĩ. Viện Thú y quốc gia.Tiếng Anh Khác
5. Andrews CH (1970). Generic names of viruses of vertebrates. Virology. Vol 40.ap. 1070-1071 Khác
6. Bachman PA (1969). Vorkommen und Verbreitung von Picodna (Parvo) - virus beim Schwein. Zentralbl Veterinarmed B. Vol 16. pp. 341 Khác
7. Bolt DM, Họni H, Mỹller E, Waldvogel AS (1997). Non-suppurative myocarditis in piglets associated with porcine parvovirus infection. J Comp Path. Vol 117. pp. 107-118 Khác
8. Burger D, Gorham JR, Ott RL (1963). Protection of cats against feline panleukopenia following mink virus enteritis vaccination. Small Anim Clin. Vol 3.ap. 611-614 Khác
9. Cartwright SF, Huck RA (1967). Viruses isolated in association with herd infertility, abortions and stillbirths in pigs. Vet Rec. Vol 81. pp. 196-197 Khác
10. Cartwright SF, Lucas M, Huck RA (1969). A small heamagglutinating porcine DNA virus. I. Isolation and properties. J Comp Path. Vol 79. pp. 371-377 Khác
11. Cartwright SF, Lucas M, Huck RA (1971). A small haemagglutinating porcine DNA virus. II. Biological and serological studies. J Comp Path. Vol 81. pp. 145-155 Khác
12. Dea S, Elazhary MASY, Martineau GP, Vaillancourt J (1985). Parvovirus-like particles associated with diarrhea in unweaned piglets. Can J Comp Med. Vol 49.ap. 343-345 Khác
13. Dias AS, Gerber PF, Araújo AS, Auler PA, Gallinari GC, Lobato ZIP (2012). Lack of antibody protection against Porcine circovirus 2 and Porcineparvovirus in naturally infected dams and their offspring. Res Vet Scie Khác
14. Hallauer C, Kronauer G. Nachweis (1960). Gelbfiebervirus-Haemagglutinin in menschlichen Explantaten. Arch Gesamte Virusforsch. Vol 10. pp. 267-286 Khác
15. Hampton EG (1964). Viral antigen in rat embryo in culture infected with the HI virus isolated from transplantable human tumours:cytochemical studies. Cancer Res Vol 24. pp. 1534-1543 Khác
16. Harbinson CE, Chiorini JA, Parrish C (2008). The parvovirus capsid odyssey: from the cell surface to the nucleus. Trends in Microbiol. Vol 16. pp. 208-214 Khác
17. Hohdatsu T, Baba K, Ide S, Tsuchimoto M, Nagano H, Yamagami T, Yamagishi H, Fujisaki Y and Matumoto M (1988). Detection of antibodies against porcine parvovirus in swine sera by enzyme- linked immunosorbent assay. Vet Microbiol. Vol 17 (1). pp. 11-14 Khác
18. Johnson RH (1973). Isolation of swine parvovirus in Queensland. Aust Vet J. Vol 49. pp. 157-159 Khác
19. Johnson RH, Collings DF (1969). Experimental infection of piglets and pregnant gilts with a parvovirus. Vet Rec. Vol 85. pp. 446 Khác
20. Joo HS, Donaldson-Wood CR, Johnson RH (1976a). A standartized heamagglutination inhibition test for porcine parvovirus antibody. Aust Vet J. Vol 52. pp. 422-424 Khác

TỪ KHÓA LIÊN QUAN

TÀI LIỆU CÙNG NGƯỜI DÙNG

TÀI LIỆU LIÊN QUAN

w