Trong khi đó, tự nhiên có rất nhiều loài thủy sinh có khả năng xử lý nước thải rất hiệu quả như: các loại tảo Chlorella, Spirulina và một số loại giáp xác thuộc họ Daphnia,… Có thể sử dụ
Mục tiêu đề tài
Khảo sát thành phần Nito xác định các thông số tối ƣu về thành phần Nito và tỉ lệ N:P thích hợp xử lý môi trường nước thải.
Phương pháp thực hiện
Phân tích chất lượng nước: Amoni, nitrit, nitrat, photpho
Phương pháp phân tích số liệu: Excel
Nội dung của nghiên cứu
Nghiên cứu đánh giá ảnh hưởng của thành phần dinh dưỡng lên hiệu quả xử lý của tảo Chlorella
Nghiên cứu đánh giá ảnh hưởng của tỉ lệ N:P lên hiệu quả xử lý của tảo Chlorella.
Đối tƣợng và phạm vi nghiên cứu
- Nước thải chứa Nitơ, Photpho
Nghiên cứu hiệu quả xử lý nitơ và phốt pho trong nước thải nhân tạo sử dụng 4 cột photobioreactor (PBR) kích thước 0.3m x 0.12m Thí nghiệm xác định tỉ lệ N:P tối ưu cho nuôi tảo nhằm tối đa hóa khả năng loại bỏ N và P.
Ý nghĩa của đề tài
Nghiên cứu tối ưu thành phần dinh dưỡng cho tảo xử lý nitơ, photpho trong nước thải, tăng năng suất sinh khối làm nhiên liệu sinh học, góp phần giải quyết cạn kiệt nhiên liệu hóa thạch và ô nhiễm môi trường, mở ra hướng nghiên cứu công nghệ vi tảo hiệu quả kinh tế - xã hội.
Công nghệ vi tảo xử lý CO₂ và khí nhà kính hiệu quả, tận dụng nguồn nước thải, tiết kiệm chi phí hơn các công nghệ khác Nhiên liệu sinh học từ vi tảo được ứng dụng rộng rãi toàn cầu, giảm thiểu sự phụ thuộc vào nhiên liệu hóa thạch.
TỔNG QUAN
TỔNG QUAN VỀ VI TẢO
Tảo là sinh vật quang tự dưỡng, đơn bào hoặc đa bào, cấu trúc đơn giản đến phức tạp Phân loại tảo đã được điều chỉnh nhiều lần dựa trên phân tích di truyền phân tử, loại trừ khuẩn lam và vi khuẩn quang hợp hiếu khí khỏi nhóm tảo truyền thống.
Tảo vượt trội hơn thực vật trên cạn về hiệu quả sử dụng ánh sáng mặt trời, CO2, nước và chất dinh dưỡng, dẫn đến năng suất sinh khối và tốc độ tăng trưởng cao hơn (Gouveia và SpringerLink, 2011; Richmond, 2004) Khả năng phát triển đa dạng môi trường nước và không cần phân bón, thuốc trừ sâu là những lợi thế nổi bật của tảo.
Vi tảo sinh sản chủ yếu qua phân chia tế bào (sinh sản vô tính), tuy một số loài có thể sinh sản hữu tính Năm nhóm vi tảo chính gồm tảo cát (Bacillariophyta), tảo lục (Chlorophyta), Prymnesiophyta/Haptophyta, Eustigmatophyta và khuẩn lam, khác biệt nhau bởi sắc tố, sinh hóa, cấu trúc tế bào và chu kỳ sống.
Tảo lục, nguồn gốc của thực vật bậc cao, gồm khoảng 6000 loài đa dạng về hình thái, từ đơn bào, tập đoàn đến sợi dài, phần lớn có hai roi.
Tảo xanh chứa lục lạp với Chlorophyll a và b, cùng các sắc tố phụ beta carotene và xanthophyl, tạo màu xanh sáng và có màng thylakoid xếp chồng Chúng có ty thể với Cristae phẳng và dự trữ tinh bột (amylose và amylopectin) trong lục lạp, thường tập trung quanh pyrenoid.
1.1.1 Một số yếu tố ảnh hưởng đến sinh trưởng và phát triển của tảo a Ánh sáng
Tảo cần ánh sáng cho quang hợp, tổng hợp chất hữu cơ từ CO2 Hiệu quả quang hợp phụ thuộc độ sâu và mật độ nuôi cấy, cần 1.000-10.000 lux tùy quy mô Ánh sáng nhân tạo cần chiếu ít nhất 18 giờ/ngày Cường độ ánh sáng cao gây ức chế quang hóa, giảm hiệu quả quang hợp và năng suất Cường độ ánh sáng bão hòa lý tưởng từ 30-45 W/m².
Hầu hết các loại tảo nuôi có thể sống trong khoảng pH = 7÷9, đối với tảo
Chlorella pH thích hợp từ 6÷ 8.5 Nếu pH thay đổi lớn có thể làm cho tảo bị tàn lụi
pH tối ưu cho Chlorella phát triển là 8 (Park, 1997), nhưng năng suất của Chlorella và Chaetoceros giảm 22% khi pH tăng từ 8 đến 9 do nồng độ amoniac tự do cao gây ức chế (Weissman và Goebel, 1988) Nồng độ CO2 cao làm giảm pH xuống 5 (Maeda, 1995) Nhiệt độ cũng ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo.
Nhiệt độ tối ưu nuôi tảo dao động 23-30°C, tuy nhiên phạm vi thích hợp rộng hơn (25-35°C), chịu được 37°C (Liao, 1983) Nhiệt độ 34°C là tối ưu cho sinh trưởng, nhưng ở 35°C, sinh trưởng giảm 17% so với 30°C và ngừng hoàn toàn ở 38°C, gây chết tế bào Giảm đột ngột xuống 10°C làm giảm 50% chlorophyll-a chỉ trong 15 giờ (Harris, 1978).
Bảng 1.1 Ảnh hưởng của nhiệt độ lên sinh trưởng của tảo Nhiệt độ ( 0 C) - tốc độ sinh trưởng đặc trưng ( 1/ngày)
Theo nghiên cứu của Persoon (1980), bể sục khí liên tục và bán liên tục cho năng suất cao hơn 30% so với bể không sục khí.
Có 2 loại nguồn carbon phi hữu cơ (CO 2 ) lẫn carbon hữu cơ (glucose, acetate ) đều đƣợc tảo sử dụng Do tảo có khả năng sử dụng CO 2 nhƣ nguồn carbon chính trong thành phần dinh dưỡng nhờ khả năng quang hợp, con người hướng đến việc cô lặp
Sử dụng CO2 từ khí thải cho nuôi cấy vi tảo giúp giảm chi phí sản xuất và lượng CO2 trong khí quyển, góp phần cải thiện môi trường và chống biến đổi khí hậu Ước tính 100 tấn sinh khối tảo cần khoảng 180 tấn CO2 cho quá trình quang hợp.
Nghiên cứu của Chan Yoo cho thấy nồng độ CO2 ảnh hưởng đến sinh trưởng tảo Tảo được nuôi ở 25°C, chiếu sáng 150 µmol/m²/s trong 2 tuần, sử dụng môi trường sục khí 2% CO2 một tuần trước khi thí nghiệm để rút ngắn thời gian Phaselag Thí nghiệm chính sử dụng môi trường 10% CO2 hoặc khí thải (5.5% CO2) với tốc độ 0.3 v/v/m.
Bảng 1.2 Ảnh hưởng của vận tốc khí bề mặt tới sinh trưởng của tế bào tảo (Falinski, 2009)
( Lít/phút) Vận tốc khí bề mặt (mm/s) Tốc độ sinh trưởng của tế bào tảo ( h -1 )
Quang hợp cần nhiều chất dinh dưỡng, trong đó nitơ và photpho rất quan trọng cho sinh trưởng tảo Tăng nồng độ nitơ và photpho dẫn đến tăng sinh khối, nhưng nồng độ nitơ cao có thể giảm lipid Tỷ lệ N:P tối ưu cho tảo khác nhau (10:1 - 30:1) Tảo ưu tiên sử dụng nitơ vô cơ như NH₄⁺, NO₂⁻, NO₃⁻, với NH₄⁺ bị hấp thụ trước NO₃⁻.
1.1.2 Một số mô hình nuôi vi tảo
Theo John Benemann (2009), việc nuôi tảo đa dạng về phương pháp (hệ thống hở, kín, ao, bình, túi ) và quy mô, tùy thuộc vốn đầu tư, mục đích và các yếu tố khác.
Có 3 phương pháp nuôi tảo (Trương Sỹ Kỳ, 2004)
Nuôi tảo theo mẻ là phương pháp đơn giản, thuận tiện, dễ xử lý sự cố, nhưng chất lượng tảo thu hoạch khó dự đoán so với nuôi liên tục Việc ngăn ngừa nhiễm bẩn ban đầu rất quan trọng vì mật độ tảo thấp và dinh dưỡng cao tạo điều kiện cho sinh vật gây ô nhiễm phát triển mạnh.
TỔNG QUAN VỀ CHLORELLA VULGARIS
Tên Chlorella đƣợc lấy từ tiếng Hy Lạp “ Chloros” có nghĩa là màu xanh lá cây và phần hậu tố lấy từ tiếng Latin có nghĩa là “ nhỏ bé”
Bảng 1.7 phân loại khoa học của tảo Clorella (Hổ, 2008)
1.2.1 Lịch sử của loài tảo
Chlorella có trên trái đất chúng ta từ thời kỳ tiền sử, cách đây khoảng 2,5 tỷ năm
Nhưng mãi đến năm 1890, sau khi phát minh ra kính hiển vi thì người ta mới xác định đƣợc nó là loại thực vật đơn bào
Tảo Chlorella phát triển mạnh ở Hà Lan từ sau năm 1800, được biết đến rộng rãi vào cuối thế kỷ 19 và nhanh chóng được nhân giống Các nhà khoa học, đặc biệt là ở Đức, bắt đầu nghiên cứu và hướng đến sản xuất thực phẩm từ loại tảo này.
Những nghiên cứu này đã bị dừng lại bởi hai cuộc chiến tranh thế giới ở Châu Âu, sự hăng hái nhiệt tình nghiên cứu đã mất đi
Năm 1948, Viện Nghiên cứu Stanford khôi phục nghiên cứu và sản xuất thử nghiệm tảo Chlorella, đạt được thành công đáng kể.
Nhƣng nghiên cứu này tạm thời bị đóng lại bởi vấn đề tài chính
Năm 1950, Viện Carnegie tiếp tục nghiên cứu Chlorella vulgaris ở mức độ thương mại và giải quyết được nạn đói thế giới
Chlorella, hay tảo xanh, là loại tảo đơn bào (2-10µm) hình cầu hoặc oval, sống trong nước, không di động Tế bào chứa một thể sắc tố lớn (chiếm 2/3 tế bào) và nhân sáng, được bao bọc bởi màng cellulose chịu lực nhẹ Hình thái và chất lượng tế bào Chlorella phụ thuộc vào điều kiện môi trường (ánh sáng, nhiệt độ, thành phần hóa học).
1.2.3 Đặc điểm sinh học của tảo Chlorella:
Yếu tố thích hợp cho sự phát triển của tảo:
- Môi trường nuôi: TT3, F2, Walne, AP
- Độ mặn: 15 – 20 ppt; tốt nhất 20ppt
- Cường độ ánh sáng: 1500 lux – 4500 lux, tốt nhất 4500 lux
Tảo Chlorella, chứa Chlorophyll-a và Chlorophyll-b, thực hiện quang hợp, sản xuất khoảng một nửa lượng oxy trên Trái Đất và hấp thụ CO2, nước và khoáng chất để chuyển đổi năng lượng mặt trời thành hợp chất hữu cơ.
Vi tảo chứa hàm lượng lipid cao trong tế bào, trở thành nguồn nguyên liệu tiềm năng cho nhiên liệu sinh học Khả năng nhân đôi sinh khối chỉ trong vài giờ ở giai đoạn tăng trưởng hàm mũ càng làm tăng giá trị ứng dụng của vi tảo.
Tảo Chlorella được xem là nguồn năng lượng tiềm năng nhờ khả năng chuyển đổi 8% năng lượng mặt trời thành năng lượng sinh khối và giàu protein (60%), chất béo, carbohydrate, chất xơ, khoáng chất và vitamin.
Chlorella, với cấu trúc tế bào đơn bào, từng gây khó khăn trong thu hoạch và chế biến Tuy nhiên, công nghệ nuôi trồng công nghiệp hiện đại, sử dụng hệ thống hồ/bể lớn với điều kiện dinh dưỡng, ánh sáng tối ưu và hệ thống quấy đảo liên tục, đã giúp nâng cao năng suất đáng kể so với tự nhiên Cơ giới hóa canh tác và thu hoạch đảm bảo sản lượng lớn.
Tảo Chlorella khó tiêu hóa do cấu trúc thành tế bào cứng cáp Tuy nhiên, công nghệ phá vỡ màng tế bào tảo được cấp bằng sáng chế từ năm 1975, giúp tăng khả năng hấp thụ dưỡng chất lên trên 80%.
Năm 1950, Tiến sĩ Fujimaki tại Tokyo chiết xuất dịch tảo xanh, phát hiện tác dụng thúc đẩy sinh trưởng ở trẻ em và động vật, đặt tên là yếu tố sinh trưởng tảo CGF.
Tảo Chlorella, với khả năng tăng sinh khối gấp 4 lần chỉ trong 20-24 giờ, chứa yếu tố kích thích sinh trưởng mạnh mẽ cho cả thực vật và động vật Khả năng này, cùng với tác dụng hỗ trợ chữa lành tổn thương mô, đã thu hút sự chú ý và chứng minh lợi ích sức khỏe đáng kể của CGF (Chlorella Growth Factor) có trong tảo.
Nhân tố CGF là tác dụng tổng hợp giữa các yếu tố Hormon với Protein, Vitamin và những chất hóa học có chứa trong tảo
Trong tảo hầu nhƣ có đầy đủ các Axit Amin thiết yếu và khá phù hợp với nhu cầu Axit Amin thiết yếu cho người
Tảo Chlorella sinh sản vô tính rất nhanh, tăng gấp đôi mật độ chỉ trong 3 giờ nhờ tạo tự bào tử (2-64 bào tử/tế bào mẹ) Sau phân chia, tự bào tử phá vỡ màng tế bào mẹ, phát triển thành tế bào trưởng thành và tiếp tục chu trình.
Năm 1890, M N Beijerinck đã thực hiện công trình khoa học nuôi cấy tảo Chlorella thuần chủng đầu tiên, mở đường cho các nghiên cứu và nuôi cấy tảo Chlorella liên tục sau này (Dhyana Bewicke, Beverly A Potter PHD et al).
Chlorella giàu dinh dưỡng, chứa 50-60% protein với nhiều acid amin thiết yếu, 20-30% glucid, 10-20% lipid (chứa acid béo không no) và hầu hết các vitamin (A, B1, B2, B6, B12, C, D, K…) (Trần Văn Vĩ, 1995).
Bảng 1.8 Thành phần dinh dƣỡng, vitamin, khoáng và các chất khác
Chất dinh dƣỡng Hàm lƣợng trong 100g
Zinc 38mg Pantothenic axit 1.10mg
Xantophil 138mg Inositol 120mg biotin 0.20mg Folic axit 1.03mg
Chú thích: mg: miligram IU: Intemationnal Unit g: gram OD/g/l:OpticalDensity/gram/litre
Bảng 1.9 Hàm lƣợng Axit Amin trong tảo Chlorella khô (Năm 1950
Axit Amin Trong 100g Axit Amin Trong 100g
Sinh khối tảo Chlorella giàu protein và lipid, quyết định ứng dụng của chúng Tỷ lệ protein/lipid trong sinh khối tảo ảnh hưởng trực tiếp đến hiệu quả sản xuất nhiên liệu sinh học, ví dụ dầu vi tảo cần hàm lượng lipid cao.
Sinh khối tảo Chlorella gồm chủ yếu carbohydrate, protein và lipid (dầu tự nhiên) – nguồn nguyên liệu sinh học lý tưởng Tảo Chlorella tăng trưởng nhanh, nhân đôi chỉ trong 24 giờ (thậm chí 3,5 giờ ở giai đoạn đỉnh điểm), hàm lượng dầu đạt 20-50% khối lượng khô (một số loài lên đến 80%).
PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM
Nghiên cứu được thực hiện tại phòng thí nghiệm nghiên cứu và phát triển bền vững, Trường Đại học Tài nguyên và Môi trường TP HCM từ tháng 8/2016 đến tháng 12/2016.
VẬT LIỆU NGHIÊN CỨU
2.2.1 Mô hình nghiên cứu tại phòng thí nghiệm a Sơ đồ mô hình
1- Bình CO 2 6- Đường ống dẫn khí
2- Bơm thổi khí 7- Thiết bị phân phối khí
4- Đồng hồ đo lưu lượng khí 9- Cột PBR
Hình 2.1 Cấu tạo mô hình nuôi tảo. b Quy trình hoạt động
Hệ thống nuôi tảo sử dụng 4 cột PBR đặt trong khung gỗ 1m x 1m x 1m, chiếu sáng bằng 4 đèn huỳnh quang (3.3 klux) Hỗn hợp khí CO2 (2,5%) và khí (97,5%) được điều chỉnh lưu lượng, cấp vào các cột PBR.
Hệ thống PBR sử dụng lưu lượng CO₂ 0,025 L/phút và khí 1 L/phút, phân phối khí từ đáy cột Môi trường nuôi cấy (nước thải nhân tạo) được tối ưu về ánh sáng, dinh dưỡng, nhiệt độ và khí Mỗi bình PBR được trang bị hệ thống lấy mẫu.
Hình 2.2 Mô hình nuôi tảo trong phòng thí nghiệm c Tính toán và chọn các thông số thiết bị mô hình xử lý nước thải bằng tảo (PBR)
Thể tích cột đƣợc tính theo công thức sau:
V thể tích cột PBR n: số lần thu mẫu v: thể tích lấy mẫu
Mỗi lần lấy mẫu,v= 200ml
Chọn các thông số khác
Bình nén khí CO 2 chọn 10 lít
Máy nén khí chọn 76 l/phút Đồng hồ đồ đo lưu lượng
Hệ thống đo được lưu lượng CO₂ và O₂ hàng ngày lần lượt là 0,1 l/phút và 4 l/phút Yêu cầu nồng độ CO₂ là 2,5% tổng khí vào, do đó lượng CO₂ cần sục mỗi ngày là 0,025 l/phút.
CO 2 và 1L/phút không khí Ống dẫn khí vào các bình là ống nhựa dẻo với đường kính D = 6mm
Từ đó ta có bảng thông số về mô hình thí nghiệm nhƣ sau:
Bảng 2.1 Bảng các danh mục thông số các thiết bị cho mô hình thí nghiệm
STT Thiết bị Số lƣợng Thông số, vật liệu
1 Bình khí nén CO 2 1 Bình 10lít
2 Máy nén khí 1 Lưu lượng 76 l/phút
3 Đồng hồ đo lưu lượng 2 Loại 1 l/phút, 10 l/phút
5 Thiết bị phân phối khí 4 Đá
Cột PBR, H = 250 mm, D = 120 mm, độ dày: 2,5 mm
Chiều cao 600mm Hàng Phillip, công suất 18KW
Tảo giống: Tảo Chlorella đƣợc cung cấp bởi Viện Nghiên cứu nuôi trồng thủy sản 2 – Bộ Nông Nghiệp và Phát triển Nông thôn, số 106 Nguyễn Đình Chiểu, Quận 1,
Là loại nước thải nhân tạo được pha từ phòng thí nghiệm với các thành phần trong bảng 2.2 và bảng 2.3
Bảng 2.2 Thành phần dung dịch vi lƣợng
(PGS.TS.Nguyễn Đức Lượng, 2006)
Bảng 2.3 Thành phần môi trường nuôi tảo
NH 4 Cl Thể hiện ở Bảng 2.4 và 2.5, 2.6
NaNO 3 Thể hiện ở Bảng 2.4 và 2.5, 2.6
KH 2 PO 4 Thể hiện ở Bảng 2.4 và 2.5, 2.6
QUY TRÌNH THÍ NGHIỆM
2.3.1 Đánh giá ảnh hưởng thành phần dinh dưỡng lên hiệu quả xử lý Nitơ,
Bảng 2.4 Thành phần môi trường nước thải 1 (NT1)
Bảng 2.5 Thành phần môi trường nước thải 2 (NT2)
Cho môi trường nước thải vào cột PBR 2.5 lít, điều chỉnh pH về mức khoảng 6.5 – 7.2 bằng dung dịch NaOH 0.3N
Thêm 50ml tảo giống (1100 tb/ml), 2ml dung dịch vi lượng, định mức bằng nước cất lên vạch 2 lít Bao kính bằng giấy parafim
Phòng thí nghiệm nuôi tảo duy trì nhiệt độ 25-27°C và ánh sáng liên tục 24/24h (4 bóng đèn huỳnh quang, 3.5Klux) Thí nghiệm sử dụng hai loại nước thải khác nhau.
- NT1: Môi trường nước thải sử dụng theo bảng 2.4
- NT2: Môi trường nước thải sử dụng theo bảng 2.5
Thí nghiệm kéo dài trong 11 ngày, thu mẫu mỗi ngày lúc 8 giờ trong suốt thời gian nuôi
2.3.2 Đánh giá ảnh hưởng tỉ lệ N: P lên hiệu quả xử lý của tảo Chlorella
Bảng 2.6 Thành phần môi trường nước thải
Cho môi trường nước thải vào bình thủy tinh 2.5 lít, điều chỉnh pH về mức khoảng 6.5 – 7.2 bằng dung dịch NaOH 0.3N
Thêm 50ml tảo giống ( 1100 tb/ml), 2ml dung dịch vi lƣợng, định mức bằng nước cất lên vạch 2 lít Bao kính bằng giấy parafim
Sục khí liên tục với 97,5% khí và 2.5% CO2
Nhiệt độ duy trì ở phòng thí nghiệm ổn định ở 25- 27 0 C Ánh sáng đƣợc cung cấp liên tục (24/24h) từ 4 bóng đèn quỳnh quang
Thí nghiệm được bố trí với 3 loại nước thải:
- NT1: Môi trường nước thải với tỉ lệ N:P = 12:1 (Bảng 2.6)
- NT2: Môi trường nước thải với tỉ lệ N:P = 15:1 (Bảng 2.6)
- NT3: Môi trường nước thải với tỉ lệ N:P = 18:1 (Bảng 2.6)
Thí nghiệm kéo dài trong 11 ngày, thu mẫu mỗi ngày lúc 8 giờ trong suốt thời gian nuôi.
QUY TRÌNH LẤY VÀ PHÂN TÍCH MẪU
2.4.1 Vị trí và tần suất lấy mẫu
Vị trí và tần suất lấy mẫu đƣợc liệt kê trong Bảng 2.7
Bảng 2.7 Tần suất và vị trí lấy mẫu
STT Chỉ tiêu Đơn vị
Vị trí Tần suất lấy Đầu vào Đầu ra mẫu
1 N_NH 4 + mg/l x x 1 lần/ngày/mẻ
2 N_NO 3 - mg/l x x 1 lần/ngày/mẻ
3 N_NO 2 - mg/l x x 1 lần/ngày/mẻ
4 P_PO 4 3- mg/l x x 1 lần/ngày/mẻ
2.4.2 Phương pháp lấy mẫu, phân tích các chỉ tiêu a Xát định nồng độ mẫu tảo
Dùng 4 ống ly tâm lấy mỗi bình 200 ml môi trường, lọc lấy phần dung dịch trong suốt đem đi phân tích các chỉ tiêu Aminia, Nitrate, Nitrire, Photpho b Phân tích các chỉ tiêu thí nghiệm
Water and wastewater samples were analyzed for ammonia, nitrate, nitrite, and phosphorus using methods outlined in Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (APHA, 1992).
Bảng 2.8 Phương pháp phân tích mẫu
Thông số Phương pháp/Thiết bị Đơn vị Thiết bị
N_NH 4 + Phương pháp Kjeldahl mg/l Bộ chưng cất
Phương pháp trắc phổ dùng sunfosalixilic (TCVN 6180:1996) mgNO 3 - /l Bếp đun, Máy
N_NO 2 - Phương pháp trắc phổ
P_PO 4 3- Phương pháp đo phổ dùng Amoni Molidate mgPO 4 3- /l Bếp đun,Máy
Hình 2.5 Máy đo quang UVvis
Hình 2.4 Bộ chƣng cất Kjeldahl.
KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN
ĐÁNH GIÁ ẢNH HƯỞNG CỦA THÀNH PHẦN DINH DƯỠNG ĐẾN HIỆU QUẢ XỬ LÝ N, P CỦA TẢO CHLORELLA
Ảnh hưởng của thành phần dinh dưỡng đến hiệu quả xử lý Nitơ, Photpho được khảo sát ở tỉ lệ N:P (12: 1)
3.1.1 Hiệu quả xử lý N, P với thành phần dinh dƣỡng là Amoni
Kết quả phân tích nồng độ N_NH 4 + tảo hấp thụ đƣợc thể hiện qua Bảng 3.1
Bảng 3.1 Kết quả nồng độ N_NH 4 + của thí nghiệm (đơn vị: mg/l)
Ngày Đối chứng Mẫu Tảo
Hình 3.1 cho thấy nồng độ NH₄⁺ giảm trong 7 ngày đầu, sau đó tăng lại Tảo sử dụng NH₄⁺ làm nguồn dinh dưỡng, dẫn đến giảm nồng độ tảo từ 162.01mg/l xuống 104.34mg/l (ngày 1-4), hiệu quả xử lý 51.5%, cao hơn 43.48% so với nghiên cứu của Trần Chấn Bắc (2013).
Nồng độ NH₄⁺ giảm chậm từ ngày thứ 5 đến 7 (chỉ 0.82mg/l trong 4 ngày), có thể do tảo ở pha cân bằng, mật độ tế bào tăng chậm và khả năng hấp thụ chất dinh dưỡng thấp.
Sau 7 ngày, nồng độ NH₄⁺ tăng do ức chế quá trình phân li hoặc tảo bước vào giai đoạn suy thoái, chết và giải phóng NH₄⁺ Nồng độ NH₄⁺ tối ưu giảm 58.8% vào ngày thứ 7.
Nồng độ NH₄⁺ giảm trong nước thải có thể do vi khuẩn chuyển hóa NH₄⁺ thành NO₂⁻ và NO₃⁻ Bài nghiên cứu này phân tích nồng độ NO₂⁻ và NO₃⁻ trong quá trình xử lý nước thải (xem Bảng 3.2 và Hình 3.2).
Hình 3.1 Biến động nồng độ N_NH 4 + trong thí nghiệm
N_NH 4 + (mg/l) Đối Chứng tảo
Bảng 3.2 Kết quả nồng độ N_NO 2 - , N_NO 3 - của thí nghiệm (đơn vị: mg/l)
Hình 3.2 cho thấy nồng độ NO2- và NO3- tăng lên vào cuối quá trình xử lý, nguyên nhân có thể là do hoạt động của vi khuẩn nitrat hóa trong điều kiện sục khí, dẫn đến quá trình oxy hóa NH4+ thành NO2-.
Quá trình sục khí oxy hóa NO₂⁻ thành NO₃⁻ Tuy nhiên, gần cuối thí nghiệm, nồng độ NO₂⁻ vượt quá NO₃⁻ do quá trình oxy hóa từ NH₄⁺.
Nghiên cứu của Preeda Pakpain (2007) cho thấy NO₂⁻ gây độc cho thủy sinh vật Nồng độ NO₂⁻ và NO₃⁻ tăng do chuyển hóa NH₄⁺ và phân hủy xác tảo.
Hàm lượng P_PO 4 3- là một yếu tố quan trọng cho sự phát triển của tảo, dưới đây là bảng biến động hàm lƣợng qua các ngày thí nghiệm
Bảng 3.3 Kết quả nồng độ P_PO 4 3- của thí nghiệm (đơn vị: mg/l)
Ngày Đối Chứng Mẫu Tảo
P_PO 4 3- (mg/l) Đối Chứng Tảo
Hình 3.3 Biến động nồng độ P_PO 4 3- trong thí nghiệm
Nồng độ PO₄³⁻ trong hình 3.3 dao động nhẹ giữa các ngày, giảm trong 7 ngày đầu rồi tăng trở lại cuối chu trình xử lý.
Trong 4 ngày đầu, nồng độ P-PO₄³⁻ giảm 3,49 mg/l (từ 14,78 mg/l xuống 11,29 mg/l), đạt hiệu suất tối ưu 53,7% vào ngày thứ 7, chứng tỏ khả năng hấp thụ chất dinh dưỡng của tảo Tuy nhiên, khả năng hấp thụ P-PO₄³⁻ thấp hơn N-NH₄⁺ Nồng độ P-PO₄³⁻ tăng trở lại cuối chu kỳ do phân hủy tảo chết.
3.1.2 Hiệu quả xử lý N, P với thành phần dinh dƣỡng là Nitrat
Nồng độ N_NO 3 - đƣợc tảo hấp thụ thay đổi thể hiện qua Bảng 3.4
Bảng 3.4 Kết quả nồng độ N _ NO 3 - của nghiệm thức ( đơn vị: mg/l)
Ngày Đối Chứng Mẫu Tảo
Nồng độ N-NO3- giảm 28.6% từ 192.25mg/l xuống 137.12mg/l trong 4 ngày đầu do tảo hấp thụ mạnh mẽ nitrat để phát triển Tuy nhiên, nồng độ này tăng trở lại vào ngày 9 và 11, sau đó tăng thêm 20mg/l vào cuối thí nghiệm, có thể do mật độ tảo cao che ánh sáng, ức chế quang hợp và dẫn đến sự phân hủy tảo, giải phóng N-NO3-.
Nghiên cứu của Gozáles (1997) cho thấy tảo Chlorella hiệu quả trong xử lý nước thải tự nhiên, với thời gian nuôi 10 ngày, hàm lượng NO3- giảm dần đều suốt quá trình thí nghiệm.
Nghiên cứu cho thấy khả năng loại bỏ nitơ của tảo Chlorella từ nước thải chăn nuôi: Fallowfield et al (1985) ghi nhận giảm 50-65% nitơ sau 4-5 ngày; Aziz et al (1992) đạt 60-70% sau 15 ngày; thí nghiệm của chúng tôi cho thấy giảm 52.3% NO3- sau 11 ngày nuôi cấy.
N_NO 3 - (mg/l) Đối Chứng Tảo
Hình 3.4 Biến động hàm lƣợng N_NO 3 - trong thí nghiệm
Nồng độ P_PO 4 3- là một yếu tố quan trọng cho sự phát triển của tảo, dưới đây là bảng biến động nồng độ qua các ngày thí nghiệm
Bảng 3.5 Kết quả nồng độ P_PO 4 3- của thí nghiệm ( đơn vị: mg/l)
Ngày Đối Chứng Mẫu Tảo
P_PO 4 3- (mg/l) Đối Chứng Tảo
Hình 3.5 Biến động nồng độ P–PO 4 3- trong thí nghiệm
Hình 3.5 cho thấy nồng độ P_PO 4 3- có sự thay đổi theo chu kỳ nuôi tảo, nồng độ
P_PO 4 3- giảm từ ngày đầu đến ngày thứ 4 từ 13.78 mg/l xuống 10.36mg/l giảm đƣợc
1.53mg/l Ngày thứ 4, 5 nồng độ P_PO 4 3- gần nhƣ không có sự thay đổi sau đó nồng độ tiếp tục giảm đến ngày thứ 7 là điểm tối ƣu nhất đạt hiệu suất 56.56% nồng độ
P_PO 4 3- điều này chứng tỏ tảo có khả năng hấp thu nồng độ P_PO 4 3- để cung cấp cho quá trình sinh trưởng của tảo Tuy nhiên khả năng hấp thu nồng độ P_PO 4 3- thấp hơn hấp thu N_NH 4 + Cuối chu kỳ nuôi thì nồng độ P_PO 4 3- tăng lên do quá trình phân hủy xác tảo chết trả lại môi trường.
