TỔNG QUAN
Một số đặc điểm sinh học của tảo Chaetoceros sp
Dựa vào hệ thống phân loại tảo Silic của Karsten (1928) (là hệ thống được nhiều người công nhận), có sự bổ sung của Kocubo (1955) và Trương Ngọc An
(1993) đã xác định vị trí phân loại của Chaetoceros sp như sau:
Bộ phụ: Biddulphiineae Họ: Chaetoceroceae Giống: Chaetoceros Loài: Chaetoceros sp
1.1.2 Đặc điểm hình thái và cấu tạo
Tảo Chaetoceros sp có cấu tạo dạng chuỗi với 10-20 tế bào mỗi chuỗi, kích thước tế bào từ 4-6μm Tảo này có trục dài và trục cao gần như bằng nhau, với 4 gai dài nhỏ và thẳng mọc ngay mép mặt vỏ, tạo thành góc 45 độ với trục dài và trục cao.
Tảo Chaetoceros sp có màu nâu đỏ với sắc tố phân bố sát mặt vỏ Chúng chứa carbohydrate và các hạt lipid làm chất dự trữ, trong khi chloroplast có màu vàng nâu.
(chlorophyll a và c2 + fucoxanthin) Tế bào có các cơ quan tương tự eukaryote: nhân, ty thể, thể golgi, mạng lưới nội chất, ribosome và không bào
Là loài tảo rộng nhiệt, thích hợp ở 25-30 0 C Phát triển tốt làm cho nước có màu vàng xanh đến nâu
Tất cả các loài tảo silic đều có 2 hình thức sinh sản (Trương Ngọc An, 1993) [1]:
Sinh sản bằng cách phân đôi tế bào là quá trình mà mỗi tế bào con nhận một phần vỏ của tế bào mẹ và tự tạo ra một mảnh vỏ mới nhỏ hơn, lồng vào mảnh vỏ cũ Kết quả là sau nhiều lần phân chia, kích thước của tế bào sẽ giảm dần.
- Sinh sản bằng bào tử :
Các loài tảo gần bờ thuộc bộ tảo Silic trung tâm thường sinh sản bằng cách hình thành bào tử nghỉ (bào tử bảo vệ) như chi tảo lông gai (Chaetoceros) và chi tảo chuỗi thẳng (Melosira) Bào tử ngủ được hình thành nhằm duy trì sự sống trong những điều kiện môi trường khắc nghiệt như nhiệt độ quá cao hoặc quá thấp và thiếu muối dinh dưỡng.
Trong môi trường khắc nghiệt, chất nguyên sinh co lại để tích trữ chất dự trữ và mất nước, đồng thời hình thành một vỏ mới dày và cứng, thường có thêm nhiều gai.
Hình thành bào tử sinh trưởng là quá trình tảo silic khôi phục kích thước tế bào sau nhiều lần phân chia Qua việc nội chất tế bào thoát ra, tảo silic có khả năng lớn lên và hình thành vỏ mới, giúp duy trì sự sống và phát triển của chúng.
+ Sinh sản vô tính bằng động bào tử
Sinh sản hữu tính theo kiểu tiếp hợp diễn ra khi hai cá thể gần nhau, tách nắp và cho phép chất nguyên sinh kết hợp, tạo thành hợp tử Sau đó, hợp tử trải qua quá trình phân chia giảm nhiễm, hình thành vỏ mới bao bọc bên ngoài và phát triển thành cơ thể mới.
Cho đến nay đã có nhiều công trình nghiên cứu về các giai đoạn sinh trưởng của tảo Silic như Đặng Ngọc Thạch (1974), Frish (1956), Tô Huệ Mỹ (1989)
Sự phát triển của tảo nuôi trong điều kiện vô trùng đặc trưng bởi 5 pha (Trích Lavens, P; Sorgeloos, P eds.) [18]
Hình 1.2 Các pha phát triển của tảo
Pha đầu tiên trong quá trình phát triển tế bào là pha chậm hay cảm ứng (gia tốc dương), diễn ra khi môi trường nuôi được chuyển từ môi trường cũ sang môi trường mới Trong giai đoạn này, mật độ tế bào tăng chậm do tế bào cần thời gian để thích nghi với môi trường mới, bao gồm việc tăng cường các mức enzyme và các quá trình chuyển hóa liên quan đến phân chia tế bào và cố định cacbon.
- Pha thứ hai là pha sinh trưởng theo hàm số mũ (pha logarit): Pha này mật độ tế bào tăng như hàm số của thời gian theo hàm logarit:
C t, C 0 : Mật độ tế bào tại thời điểm t và thời điểm ban đầu m: Tốc độ tăng trưởng đặc thù (phụ thuộc vào loài tảo, cường độ ánh sáng, nhiệt độ)
Tảo ở giai đoạn này hấp thụ chất dinh dưỡng mạnh
Pha thứ ba trong quá trình phát triển của tảo là pha giảm tốc độ sinh trưởng, hay còn gọi là gia tốc âm Trong giai đoạn này, sự phân chia tế bào diễn ra chậm lại do các yếu tố như chất dinh dưỡng, ánh sáng, độ pH, CO2 và các yếu tố sinh hóa khác bắt đầu hạn chế sự phát triển Mặc dù môi trường dinh dưỡng suy giảm mạnh và mật độ tảo cao làm giảm tốc độ sinh sản, nhưng số lượng tế bào vẫn tiếp tục tăng.
Pha thứ tư của quá trình phát triển tảo là pha ổn định, hay còn gọi là pha cân bằng, khi sinh khối tảo đạt đến mật độ cực đại và không còn tăng trưởng Trong giai đoạn này, quá trình quang hợp và phân chia tế bào vẫn diễn ra, tuy nhiên số lượng tế bào mới sinh ra gần bằng với số lượng tế bào chết.
Do đó, ở pha này không có sự tăng trưởng về số lượng tế bào
Pha thứ năm, hay còn gọi là pha tàn lụi, đánh dấu sự suy giảm chất lượng nước và cạn kiệt các chất dinh dưỡng, dẫn đến việc không còn khả năng duy trì sự sinh trưởng Mật độ sinh vật giảm nhanh chóng và cuối cùng, quá trình nuôi trồng không thể tiếp tục.
Công việc nuôi tảo có thể dừng lại vì nhiều nguyên nhân khác nhau, như cạn kiệt dinh dưỡng, thiếu oxy, nhiệt độ cao, thay đổi pH hoặc ô nhiễm Để thành công trong sản xuất tảo, việc duy trì tảo ở pha sinh trưởng theo hàm mũ là rất quan trọng Nếu thời gian nuôi vượt quá ba pha, giá trị dinh dưỡng của tảo sẽ giảm do tính tiêu hóa kém, thiếu hụt các thành phần dinh dưỡng và có thể dẫn đến sự hình thành các chất chuyển hóa độc hại.
Theo O’Meley và Daintith (1993), sự sinh trưởng của tảo nuôi diễn ra qua bốn pha: pha tăng trưởng chậm, pha hàm số mũ, pha cân bằng và pha chết Việc đo mật độ tế bào theo thể tích cho phép xây dựng đường cong sinh trưởng và nhận diện các giai đoạn của nó Lee và Shen (2004) chỉ ra rằng trong nuôi thu hoạch toàn bộ tảo, tảo trải qua ba pha chính: pha tăng trưởng chậm, pha hàm số mũ và pha tăng trưởng tuyến tính Trong pha tăng trưởng tuyến tính, khi mật độ tế bào đạt cực đại, sinh khối tích lũy với tốc độ không đổi cho đến khi các yếu tố hạn chế xuất hiện trong môi trường nuôi.
Sự phát triển của tảo diễn ra qua nhiều pha khác nhau, với tốc độ sinh trưởng biến đổi tùy thuộc vào từng loài và các yếu tố môi trường như cường độ chiếu sáng, nhiệt độ, độ mặn, pH, mùa vụ, dinh dưỡng, kích thước thiết bị nuôi, hình thức nuôi và mức độ xáo trộn môi trường Để đạt được thành công trong sản xuất tảo, việc duy trì các giống nuôi ở pha Logarit là mấu chốt Tuy nhiên, giá trị dinh dưỡng của tảo sẽ giảm khi vượt qua pha 3, do sự giảm thiểu tính tiêu hóa và khả năng sản sinh các chất chuyển hóa độc hại.
Một số yếu tố môi trường ảnh hưởng đến sinh trưởng của vi tảo
1.2.1 Ảnh hưởng của ánh sáng
Vi tảo, giống như các loài thực vật khác, thực hiện quá trình quang hợp để chuyển hóa cacbon vô cơ thành các hợp chất hữu cơ cần thiết cho cơ thể Ánh sáng là nguồn năng lượng chính cho quang hợp, và nó ảnh hưởng đến vi tảo dựa trên chất lượng ánh sáng, cường độ ánh sáng (CĐAS) và thời gian chiếu sáng CĐAS đóng vai trò quan trọng, với yêu cầu cường độ ánh sáng thay đổi theo độ sâu và mật độ tảo; ở độ sâu lớn và mật độ tế bào cao, cường độ ánh sáng cần tăng lên để xuyên qua môi trường nuôi, với 1.000 lux phù hợp cho bình tam giác và 5.000 - 10.000 lux cho dung tích lớn hơn Cường độ ánh sáng tối ưu cho sự phát triển của tảo là từ 2.500-5.000 lux, trong khi cường độ quá cao có thể ức chế quá trình quang hợp, dẫn đến nhiều nghiên cứu về ảnh hưởng của CĐAS lên sự phát triển của tảo.
Theo Coutteau (1996), thời gian chiếu sáng nhân tạo tối thiểu cần duy trì là 18 giờ mỗi ngày, mặc dù thực vật phù du vẫn phát triển bình thường trong điều kiện chiếu sáng liên tục Tuy nhiên, O’Meley và Daintith (1993) cho rằng thời gian chiếu sáng cần thiết cho bình thể tích từ 150 ml đến 2,5 lít chỉ là 12 giờ/ngày, trong khi túi 200 lít cần 18 giờ/ngày Ngoài ra, một số ý kiến cho rằng chu kỳ chiếu sáng tối ưu là 16 giờ sáng và 8 giờ tối (tối thiểu) hoặc 24 giờ sáng và 0 giờ tối (tối đa).
Hầu hết các loài tảo phát triển mạnh trong môi trường ánh sáng yếu, với cường độ ánh sáng từ 4800-8000 lux và chu kỳ chiếu sáng 12/12 Tảo đạt mức tăng trưởng tối ưu khi cường độ ánh sáng nằm trong khoảng 50-300 àmol s.
Khi cường độ ánh sáng quá cao, hiện tượng quang oxy hóa có thể xảy ra, chủ yếu do quá trình quang hợp của tảo diễn ra mạnh mẽ, dẫn đến sản sinh quá nhiều oxy, gây ức chế sinh trưởng và có thể gây độc cho tế bào Tuy nhiên, một số loài tảo có khả năng chịu được cường độ ánh sáng mạnh nhờ vào sự hiện diện của loại men chống lại quá trình oxy hóa.
Theo Từ điển nuôi trồng thủy sản trực tuyến, nghiên cứu về ảnh hưởng của nhiệt độ (5 đến 30 độ C) và cường độ ánh sáng (5.000 lux và 2.500 lux) đối với 19 loài tảo cho thấy loài tảo Chaetoceros gracilis có tốc độ sinh trưởng âm ở nhiệt độ 5 độ C, bất kể cường độ ánh sáng là 5.000 lux hay 2.500 lux.
1.2.2 Ảnh hưởng của nhiệt độ
Nhiệt độ tối ưu cho thực vật phù du thường dao động từ 20 đến 24 độ C, mặc dù có thể thay đổi tùy thuộc vào môi trường nuôi và loài Hầu hết các loài vi tảo có khả năng sống trong khoảng nhiệt độ từ 16 đến 30 độ C Nếu nhiệt độ vượt quá 35 độ C, tảo có thể chết, kể cả những loài tảo nhiệt đới, trong khi nếu nhiệt độ thấp hơn 16 độ C, sự phát triển của tảo sẽ diễn ra rất chậm Nhiệt độ lý tưởng cho sự phát triển của hầu hết các loài tảo là khoảng 20-25 độ C Đối với tảo Chaetoceros sp, thông tin về khoảng nhiệt độ thích hợp có sự khác biệt; theo Thinh (1999), loài này phát triển tốt nhất ở nhiệt độ từ 15-30 độ C, trong khi Hazzard và cộng sự (1997) cho rằng nhiệt độ tối ưu cho sự sinh trưởng của nó là 28-30 độ C.
Trong điều kiện nhiệt độ lý tưởng, khi nhiệt độ tăng lên, quá trình trao đổi chất của tảo cũng gia tăng, giúp tảo hấp thụ chất dinh dưỡng hiệu quả hơn và thúc đẩy quá trình phân chia tế bào, dẫn đến sự gia tăng nhanh chóng về mật độ tảo.
Một số loài tảo phát triển nhanh theo nhiệt độ nhưng nhanh chóng đạt đến pha cân bằng và sau đó suy giảm Nhiệt độ cao không chỉ ảnh hưởng đến sự phát triển mà còn làm giảm chất lượng dinh dưỡng của tảo nuôi Ngược lại, nhiệt độ thấp có thể làm chậm sự phát triển của các sinh vật gây nhiễm tảo nuôi, cho phép tảo duy trì lâu hơn ở pha logarit và đạt mật độ thu hoạch tối ưu trước khi bị nhiễm.
Khi nuôi tảo ngoài trời, việc lựa chọn loài tảo có ngưỡng nhiệt độ phù hợp với điều kiện địa lý của khu vực là rất quan trọng Mỗi loài tảo có yêu cầu nhiệt độ tăng trưởng khác nhau, do đó cần xem xét kỹ lưỡng để đảm bảo sự phát triển tối ưu cho các loài tảo.
1.2.3 Ảnh hưởng của độ mặn
Theo Coutteau (1996), thực vật phù du biển có khả năng chịu đựng tốt sự thay đổi độ mặn, với hầu hết các loài phát triển mạnh ở độ mặn thấp hơn môi trường sống Để nuôi vi tảo hiệu quả, độ mặn lý tưởng là từ 20-24 ppt, trong khi phạm vi chấp nhận là 12-40 ppt Sự thay đổi độ mặn ảnh hưởng đến áp suất thẩm thấu của tế bào, hạn chế quá trình quang hợp, hô hấp và tốc độ tăng trưởng, cũng như làm giảm tích lũy glucose (Lê Viễn Chí, 1996) Hơn nữa, độ mặn còn tác động đến thành phần hóa sinh và acid béo của tảo, đặc biệt là các loài tảo có roi.
(Flagellates) sinh trưởng trong khoảng độ mặn dao động từ 12-40 ppt, nhưng phát triển tốt nhất ở độ mặn từ 20-24 ppt (trích Lavens, P; Sorgeloos, P eds.) [18]
Theo nghiên cứu của Vũ Dũng với sự thay đổi độ mặn khoảng 18-30‰
Nannochloropsis oculata phát triển mạnh nhất ở độ mặn 28-30‰, trong khi Chroomonas sp có thể sinh trưởng trong khoảng 7-35‰, với điều kiện tối ưu là 20-32‰ Đối với Chaetoceros sp, hiện chưa có tài liệu nghiên cứu nào xác định độ mặn tối ưu cho sự phát triển của loài tảo này Tuy nhiên, theo các nghiên cứu từ Hardard và Kashino (1993), loài tảo này thuộc nhóm tảo biển, do đó việc xác định độ mặn thích hợp là rất quan trọng trong công nghệ nuôi trồng sinh khối tảo.
Theo Coutteau (1996), biên độ pH tối ưu cho hầu hết các loài tảo nuôi là từ 8,2 đến 8,7, trong khi biên độ pH cho phép dao động từ 7 đến 9 Việc không duy trì độ pH phù hợp có thể dẫn đến sự phá vỡ tế bào và thất bại trong nuôi trồng tảo Để khắc phục tình trạng này, cần sục khí môi trường nuôi Đối với tảo nuôi ở mật độ cao, việc bổ sung CO2 có thể điều chỉnh pH, vì trong quá trình phát triển, pH có thể tăng lên đến giá trị tối đa là 9 Cả pH quá cao và quá thấp đều làm chậm tốc độ tăng trưởng của tảo Tuy nhiên, một số loài tảo như Isochrysis galbana có thể phát triển tốt trong khoảng pH từ 5 đến 9, trong khi Pavlova lutheri có thể chịu được pH lên đến 9,8 Sự biến động pH trong môi trường nuôi tảo phụ thuộc vào sự cân bằng của các yếu tố khác nhau.
HCO 3 - CO 2 + OH - Theo O ’ Meley và Daintith (1993) pH của môi trường nuôi nên nằm trong khoảng 7,5 – 8,5 nhưng còn tùy thuộc vào từng loại tảo [20] Một số tảo lục thích hợp ở pH dưới 7,5 pH có thể thay đổi bằng việc thay đổi chu kỳ chiếu sáng hoặc bổ cung CO 2
1.2.5 Ảnh hưởng của sục khí (xáo trộn nước)
Trong môi trường nuôi tảo, pH có thể được duy trì ổn định nhờ vào việc sục khí liên tục Nồng độ CO2 trong không khí (0,03% thể tích) giúp cân bằng giữa ion bicacbonat và CO2, cùng với ion hydroxit, tạo ra hệ đệm chống biến động pH Nhu cầu bổ sung CO2 phụ thuộc vào mật độ tảo, pH, cường độ ánh sáng và tốc độ sinh trưởng của tảo.
Theo Coutteau (1996), việc xáo trộn nước là cần thiết để ngăn ngừa sự lắng đọng của tảo, đảm bảo tất cả các tế bào trong quần thể đều nhận được ánh sáng và chất dinh dưỡng đồng đều Điều này giúp tránh sự phân tầng nhiệt, đặc biệt trong các hệ thống nuôi ngoài trời, và cải thiện sự trao đổi khí giữa môi trường nuôi và không khí.
Giá trị dinh dưỡng của vi tảo
Vi tảo đóng vai trò quan trọng trong chuỗi thức ăn tự nhiên, là nguồn dinh dưỡng thiết yếu cho ấu trùng và động vật thân mềm trong giai đoạn trưởng thành Đối với ấu trùng giáp xác và một số loài cá biển, vi tảo là thức ăn bắt buộc trong giai đoạn sớm, nhờ vào giá trị dinh dưỡng cao và kích thước phù hợp, giúp nâng cao tỷ lệ sống sót của ấu trùng và đảm bảo thành công trong sản xuất.
Tảo đơn bào nổi bật với ưu điểm không gây ô nhiễm môi trường và cung cấp đầy đủ vitamin, khoáng chất, vi lượng, đặc biệt là acid béo không no Với tốc độ tăng trưởng nhanh và khả năng thích ứng tốt với biến đổi môi trường như nhiệt độ và ánh sáng, tảo đơn bào được nuôi trồng với quy mô lớn để làm thức ăn cho nhiều loại thủy sản.
Khối lượng vi tảo chủ yếu được cấu thành từ protein, lipid và carbohydrate, chiếm đến 90 - 95% khối lượng khô của tảo Phần còn lại, khoảng 5 - 10%, chủ yếu là các acid nucleic.
Giá trị dinh dưỡng của vi tảo biến đổi đáng kể theo từng giai đoạn phát triển và điều kiện nuôi trồng khác nhau Nghiên cứu của Renaud, Thinh và Parry đã chỉ ra những sự thay đổi này.
(1999) chỉ ra rằng tảo phát triển đến cuối pha logarit thường chứa 30 - 40% protein,
10 - 20% lipid và 5 - 15% carbohydrate [21] Khi tảo được nuôi qua pha cân bằng thì hàm lượng này bị thay đổi rất lớn
Bảng 1.1 Thành phần dinh dưỡng của vi tảo tính theo khối lượng khô tế bào
Protein 30 ÷ 55% Thành phần amino acid tương tự protein của trứng gà (albumin) Hydratecacbon 10 ÷ 30% Chủ yếu là các polysaccharide,
Lipid 10 ÷ 25% Các acid béo 20 ÷ 40% lipid tổng số, phospholipid: 10% lipid tổng số Khoáng 10 ÷ 40% Phospho, canxi, natri, silic (tảo khuê)
Nguồn: (Brown và ctv, 1989 trích từ: Lavens, P; Sorgeloos, P (eds.), 1996) [18]
Thành phần dinh dưỡng của tảo nuôi thay đổi tùy thuộc vào loài tảo, điều kiện nuôi như cường độ ánh sáng, nhiệt độ, chu kỳ chiếu sáng, bước sóng và chế độ dinh dưỡng Ngoài ra, thời gian thu hoạch ở các giai đoạn tăng trưởng khác nhau cũng ảnh hưởng đến thành phần này.
Vi tảo là nguồn thức ăn quan trọng trong nuôi trồng thủy sản nhờ vào hàm lượng protein cao, chiếm hơn 60% khối lượng khô Hàm lượng protein trong tế bào tảo được coi là yếu tố chính xác định giá trị dinh dưỡng của chúng trong ngành nuôi trồng thủy sản.
Brown & ctv (1982) đã tiến hành thống kê lại thành phần hóa sinh của hơn
Forty species of algae commonly used in aquaculture belong to the classes Prymnesiophyceae, Bacillariophyceae, Chlorophyceae, Prasinophyceae, Cryptomonas, Eustigmatophyceae, and Rhodophyceae Cryptomonas has the highest protein content at 32%, while Prasinophyceae has the lowest at 20% According to Parsons (1961), algae from the Bacillariophyceae class have a protein content of 29-30% of dry weight, whereas those from the Prymnesiophyceae class range from 41-49% of dry weight Additionally, Chaetoceros sp contains 9 picograms of protein per cell, accounting for 12% of the cell's dry weight.
1.3.2 Lipid và thành phần acid béo
Lipid đóng vai trò quan trọng trong việc lưu trữ năng lượng cho ấu trùng, đặc biệt trong điều kiện thiếu thức ăn Thành phần và hàm lượng acid béo trong lipid quyết định giá trị dinh dưỡng của vi tảo.
Hàm lượng lipid trong các loài vi tảo thường không cao, với 40 loài tảo phổ biến trong nuôi trồng thủy sản có tỷ lệ lipid dao động từ 7-23% trọng lượng khô Trong đó, lớp tảo Bacillariophyceae có hàm lượng lipid cao nhất, trung bình đạt 18%, tiếp theo là ngành Prymnesiophyta với 17%, và ngành Eustigmaphyta chỉ có 13% Cụ thể, Chaetoceros sp có hàm lượng lipid là 5,2 pg/tế bào, chiếm 7,2% khối lượng khô tế bào.
Thành phần và hàm lượng acid béo trong tảo thay đổi tùy thuộc vào loài, điều kiện và phương pháp nuôi trồng Nghiên cứu cho thấy phần trăm EPA trong Nanochloropsis tăng lên khi nhiệt độ thấp Mỗi loài tảo đều có giá trị dinh dưỡng khác nhau, và một số loài có thể thiếu hụt các thành phần dinh dưỡng cần thiết Chẳng hạn, tảo khuê chứa nhiều EPA nhưng ít DHA Do đó, việc sử dụng hỗn hợp các loài tảo làm thức ăn cho động vật thủy sản sẽ mang lại giá trị dinh dưỡng cao hơn Tuy nhiên, việc kết hợp này cần được thực hiện hợp lý về tỷ lệ và thành phần để phù hợp với nhu cầu dinh dưỡng của từng đối tượng nuôi.
Hàm lượng hydratcarbon trong tảo nuôi rất đa dạng, với các loài tảo có hàm lượng dao động từ 5-23% trọng lượng khô, theo nghiên cứu của Brown và cộng sự (1989) Trong đó, các loài thuộc lớp Chlorophyceae và Prymnesiophyceae có hàm lượng cao nhất, đạt từ 14-23% trọng lượng khô, trong khi các lớp khác đều có hàm lượng thấp hơn 10% trọng lượng khô (Hà Lê Thị Lộc, 2000; Lavens và Sorgeloos, 1996) Glucose thường chiếm tỷ lệ cao nhất trong các loại đường, tiếp theo là galactose, manose và ribose, cùng với các loại polysaccharide khác.
Microalgae are a vital source of essential vitamins for aquaculture Research on vitamin C content in 11 microalgae species, including Chaetoceros calcitrans, Chaetoceros muelleri, and Thalassiosira pseudonana, revealed that the highest concentration found was 16 mg/g of dry weight.
Hàm lượng VTM trong các loài tảo như Chaetoceros muelleri và Thalassiosira pseudonana có sự khác biệt đáng kể, với Chaetoceros muelleri đạt 1,1 mg/g khối lượng khô Mặc dù hàm lượng VTM không ảnh hưởng đến sự phân loại, nhưng sự khác biệt lớn giữa pha logarit và pha cân bằng ở nhiều loài cho thấy tầm quan trọng của VTM C trong nghiên cứu tảo.
Nannochloropsis oculata và Isochrysis sp có hàm lượng vitamin C cao nhất trong giai đoạn phát triển logarit, trong khi Dunaliella tertiolecta và Nannochloris atomus đạt hàm lượng vitamin C cao trong giai đoạn cân bằng Điều này cho thấy rằng tảo là nguồn cung cấp vitamin C rất tốt cho động vật nuôi.
Các loài động vật nuôi chỉ cần 0,03 - 0,2 mg/g trong khẩu phần thức ăn của chúng (Durve và Lovell,1982; Shigueno và Itoh, 1988)
Common vitamins found in cultivated algae include Thiamin (B1), Riboflavin (B2), Biotin, Ascorbic acid (Vitamin C), Nicotinic acid, Pantothenic acid, Choline, Inositol, Tocopherol, and β-carotene According to Brown (2002), the ascorbic acid content varies significantly among species, ranging from 16 mg/g dry weight in C muelleri to 1.1 mg/g in T pseudonana Other vitamins, such as Thiamin (B1), Riboflavin (B2), Pyridoxine (B6), Cyanocobalamin (B12), and Biotin, show variations of only 2 to 4 times among different algae species.
Tình hình sản xuất và ứng dụng tảo làm thức ăn cho động vật thủy sản
Nuôi vi tảo làm thức ăn trong nuôi trồng thủy sản đã có lịch sử phát triển lâu dài, bắt đầu từ năm 1910 khi Allen và Nelson thực hiện nuôi tảo đơn loài để cung cấp thức ăn cho động vật không xương sống Sự phát triển này đã mở ra hướng đi mới trong việc nâng cao chất lượng và hiệu quả của ngành nuôi trồng thủy sản.
Vào năm 1939, hai loài tảo đơn bào Isochrysis galbana và Pyramimonas grossii lần đầu tiên được phân lập và lưu giữ làm thức ăn cho ấu trùng Hầu (Hoàng Thị Bích Mai, 1995) Đầu thế kỷ 20, tảo Spirulina đã được nuôi trồng đại trà và phát triển ở nhiều quốc gia như Nhật Bản và Thái Lan, trở thành nguồn thức ăn giàu dinh dưỡng cho vật nuôi và con người (Nguyễn Thị Thảo, 2007).
Vào năm 1942, người Đức đã thành công trong việc nuôi cấy hai loài tảo lục thuộc chi Chlorella và Scenedesmus, đồng thời tiến hành thử nghiệm sử dụng chúng làm thức ăn cho nhiều đối tượng khác nhau (Nguyễn Thị Thảo, 2007).
Cụ thể một số đối tượng chính như: a, Tôm he
Năm 1942, Nhật Bản đã thành công trong việc phân lập và nuôi tảo Skeletonema costatum, sử dụng làm thức ăn cho ấu trùng tôm Kể từ đó, nhiều nghiên cứu đã được thực hiện, dẫn đến thành công trong việc nuôi các loài thuộc chi này (theo Hoàng Thị Bích Mai, 1995).
Năm 1993, Liao và ctv sử dụng thành công tảo Skeletonema costatum làm thức ăn cho ấu trùng tôm sú P monodon
Các loài tảo phổ biến trong nuôi trồng thủy sản bao gồm T chui, Chaetoceros gracilis và S costatum Tại Nhật Bản, Chaetoceros gracilis được sử dụng rộng rãi như một nguồn thức ăn dinh dưỡng cho ấu trùng tôm Metapenaeus ensis.
Kể từ năm 1987, các nhà khoa học tại trạm nghiên cứu Sinh Học Bermuda đã tiến hành nghiên cứu kỹ thuật ấu trùng điệp cát (pectin ziczac) bằng cách sử dụng tảo Chaetoceros gracilis kết hợp với các loài tảo khác như T pseudonana, I galbana và P lutheri.
Trích theo Tôn Nữ Mỹ Nga, 2008) [11]
Năm 1993, Sanchez và cộng sự đã nghiên cứu ảnh hưởng của điều kiện nuôi trồng và độ thông khí đến tốc độ tăng trưởng cũng như hàm lượng acid béo của loài tảo Skeletonema costatum (Nguyễn Thị Thảo, 2007).
Tại Úc, các nhà khoa học đã nuôi vỗ điệp Chlamys australis bằng tảo Chaetoceros gracilis trong 10 ngày trước khi đẻ Kết quả cho thấy 4 con cái đã sản xuất 12,55 triệu trứng chất lượng cao, với 76,25% ấu trùng phát triển từ trứng thụ tinh đến giai đoạn biến thái trong vòng 12 ngày.
Để nuôi và làm giàu các sinh vật mồi sống như artemia và luân trùng cho ấu trùng cá biển, yêu cầu về vi tảo là rất quan trọng "Kỹ thuật nước xanh" được áp dụng phổ biến trong việc nuôi ấu trùng cá Tráp Đầu Vàng (Sparus aurata), với tỷ lệ 50.000 tế bào/ml tảo Isochrysis sp và 400.000 tế bào/ml tảo Chlorella sp mỗi ngày.
Từ năm 2001, tập đoàn CP Việt Nam đã thử nghiệm nuôi tảo Chaetoceros sp làm thức ăn tươi sống cho ấu trùng tôm Sú và tôm Thẻ Chân trắng tại Bình Định và Ninh Thuận Nhờ phát triển tốt trong điều kiện nhiệt độ và độ mặn của vùng biển Bình Định, tảo này đã được nuôi rộng rãi tại các trại sản xuất giống của công ty Bên cạnh các loài tảo khác như Thalassiosira peusomonas, Skeletonema costatum, và Thalassiosira weissflogii, tảo Chaetoceros sp trở thành nguồn thức ăn tươi sống không thể thiếu cho ấu trùng zoae tôm Thẻ Chân trắng.
Tình hình nghiên cứu về nuôi sinh khối vi tảo tại Việt Nam
Việt Nam là một trong mười quốc gia hàng đầu thế giới trong sản xuất các đối tượng nuôi ăn tảo như thân mềm, giáp xác và cá biển Do đó, nuôi sinh khối tảo đang trở thành một hoạt động phát triển mạnh mẽ tại đây.
Nghiên cứu về tảo ở Việt Nam đã có nhiều công trình, trong đó loài Chlorella pyrenoidosa nổi bật nhất Loài tảo này được nhập từ Cuba và được cố giáo sư Nguyễn Hữu Phước cùng các cộng sự thử nghiệm nuôi sinh khối nhằm bổ sung vào thức ăn gia cầm và kích thích sinh trưởng của tằm Đặc biệt, từ năm 1976 đến 1981, Đào Việt Thủy và Dương Đức Tiến đã thành công trong việc nghiên cứu nuôi tảo lục Chlorella làm thức ăn bổ sung trong chăn nuôi.
Trần Văn Vỹ và Đào Việt Thủy đã sử dụng sinh khối tảo Chlorella làm thức ăn bổ sung trong ao ương cá Mè trắng, mang lại kết quả rõ rệt (Trần Thị Tho và ctv, 2000).
Vào năm 2000, Trần Thị Tho và cộng sự đã nghiên cứu kỹ thuật nuôi sinh khối tảo C pyrenoidosa để phục vụ cho nuôi trồng thủy sản Họ đã thử nghiệm kết hợp Chlorella với thức ăn tổng hợp cho cá rô phi, sử dụng bột lên hương Sau 30 ngày nuôi, lô cá được cho ăn kết hợp với tảo Chlorella đạt khối lượng 0,95g/con, vượt trội hơn so với lô đối chứng chỉ đạt 0,6g/con.
Loài tảo được nghiên cứu cho nuôi sinh khối ở Việt Nam tiếp theo có lẽ là loài Skeletonema costatum Theo Nguyễn Thị Xuân Thu (1990), từ năm 1974
Trường Đại học Thủy Sản đã tiến hành thử nghiệm nuôi tảo S costatum trong môi trường phòng thí nghiệm Từ năm 1976 đến 1984, Viện Nghiên cứu Hải sản Hải Phòng đã thực hiện nhiều nghiên cứu về tảo silic hỗn hợp và S costatum, do Lê Chí Viễn và Vũ Dũng chủ trì.
Trong những năm gần đây, loài tảo Nanochloropsis oculata đã thu hút nhiều nghiên cứu tại Việt Nam Hà Lê Thị Lộc (2000) đã thực hiện thí nghiệm nuôi tảo N oculata trong bể composite 1m³ ở Nha Trang, cho thấy tảo phát triển tốt nhất trong môi trường dinh dưỡng THO 4 và ưa thích độ mặn cao từ 30 đến 35‰ Trong các chế độ thu hoạch khác nhau ngoài trời, tổng sản lượng đạt cao nhất ở tỷ lệ thu hoạch 40% à max, với sự tăng trưởng ổn định và bền vững ở cả hai tỷ lệ thu hoạch 40% à max và 60% à max.
Nguyễn Văn Chung và cộng sự (2001) đã tiến hành nghiên cứu về ảnh hưởng của nhiệt độ, độ mặn và mật độ ban đầu đối với sự phát triển của tảo N oculata trong môi trường Conway.
[3] Kết quả cho thấy tảo này có thể phát triển ở nhiệt độ từ 15-30 0 C nhưng thích hợp trong khoảng 15-25 0 C và đạt mật độ cao nhất ở 20 0 C
Năm 1999, Phạm Thị Lam Hồng đã tiến hành nghiên cứu về ảnh hưởng của độ mặn, ánh sáng và tỷ lệ thu hoạch đến các đặc điểm sinh học và thành phần sinh hóa của hai loài tảo N oculata và C muelleri trong điều kiện phòng thí nghiệm Cùng năm, Lục Minh Diệp cũng có những công bố quan trọng liên quan đến tác động của tỷ lệ phân bón và tỷ lệ thu hoạch đối với sự phát triển của hỗn hợp tảo tự nhiên và thử nghiệm nuôi tảo N oculata.
Việc sử dụng vi tảo ở Việt Nam chủ yếu tập trung vào các nhóm như Chlorella, S costatum và N oculata, phục vụ cho các đối tượng nuôi như cá nước ngọt, cá biển, ấu trùng tôm sú và thân mềm Để đa dạng hóa nguồn thức ăn cho các loài nuôi, nghiên cứu về ảnh hưởng của các yếu tố sinh thái đối với sự phát triển của tảo và quy trình nuôi sinh khối là rất cần thiết.
ĐỐI TƯỢNG, VẬT LIỆU, NỘI DUNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
Đối tượng nghiên cứu
Tảo Chaetoceros sp được phân lập tại phòng tảo Lab thuộc công ty cổ phần chăn nuôi CP Việt Nam, chi nhánh Bình Định 3.
Vật liệu và thiết bị nghiên cứu
Các loại môi trường dinh dưỡng sử dụng trong thí nghiệm:
Thành phần Hàm lượng (trong 60l dung dịch)
Thành phần Hàm lượng (60l dung dịch)
Thành phần Hàm lượng (60l dung dịch)
Dụng cụ dùng trong thí nghiệm
- Hệ thống can nhựa 20 lít dùng để bố trí thí nghiệm
- Hệ thống máy nén khí, ống dẫn khí, đá bọt
- Hệ thống máy bơm nước, các bể chứa nước và đường ống cấp nước
- Kính hiển vi, buồng đếm hồng cầu, pipet nhựa và các lọ đựng mẫu
- Máy đo môi trường: nhiệt kế thủy ngân, khúc xạ kế, máy đo pH
2.2.3 Các hóa chất dùng trong quá trình thí nghiệm
Trong các thí nghiệm, các hóa chất quan trọng bao gồm các chất dùng để xử lý và sát trùng dụng cụ như Clo, Soludine 50%, và Acid chlohidric (HCL) Bên cạnh đó, các chất cần thiết để pha chế môi trường dinh dưỡng bao gồm NaNO3, NaH2PO4, FeCl3.6H2O, Na2SiO3.9H2O, EDTA cùng với các khoáng chất như Thiamin (B1), Biotin (B6) và Riboflavin (B12).
Nội dung nghiên cứu
- Nghiên cứu ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng tới sự phát triển của tảo
- Nghiên cứu ảnh hưởng của độ mặn tới sự phát triển của tảo Chaetoceros sp
- Nghiên cứu ảnh hưởng của mật độ nuôi cấy ban đầu tới sự phát triển của tảo Chaetoceros sp
- Thử nghiệm nuôi thu sinh khối tảo ngoài trời.
Phương pháp nghiên cứu
2.4.1 Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu
KL: Chọn môi trường nuôi phù hợp
Thí nghiệm 1: Ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng
KL: Chọn độ mặn thích hợp
Thí nghiệm 2: Ảnh hưởng của độ mặn
Thí nghiệm 3: Ảnh hưởng của mật độ nuôi cấy ban đầu
KL: Chọn mật độ thích hợp Ứng dụng các kết quả để nuôi sinh khối
2.4.2 Phương pháp bố trí thí nghiệm
Nước biển được bơm vào bể chứa và xử lý bằng chlorin nồng độ 25ppm kết hợp sục khí Sau 2 - 3 ngày phơi nắng để loại bỏ chlorin, nước được chuyển vào bể bạt (stock) 12m³ qua hệ thống lọc tinh Tại bể stock, nước tiếp tục được xử lý bằng chlorin 30ppm, sau đó sau 2 - 3 ngày, sử dụng Thiosunphat và EDTA để trung hòa dư lượng chlorin, và tắt sục khí Cuối cùng, sau 1 - 2 giờ, nước được cấp vào bể chìm dự trữ để phục vụ cho quá trình nuôi.
2.4.2.2 Vệ sinh các dụng cụ dùng cho thí nghiệm
Can nhựa 20 lít: được ngâm dung dịch Soludine 500 ppm từ 1 - 2 ngày sau đó rửa sạch bằng nước ngọt
Hệ thống dây khí: cũng được vệ sinh sạch sẽ đảm bảo không bị lây nhiễm mầm bệnh
Buồng đếm Burker, kính hiển vi giữ vệ sinh sạch sẽ
Các dụng cụ đo các yếu tố môi trường: khúc xạ kế, máy đo pH cũng đảm bảo vệ sinh
Các thí nghiệm tại Tảo Lab của Trại giống tôm CP Việt Nam, chi nhánh Bình Định 3, được thiết kế đặc biệt với đầy đủ thiết bị phục vụ cho nuôi tảo sinh khối Nghiên cứu được chia thành 4 phần.
- Thí nghiệm 1: Nghiên cứu ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng tới sự phát triển của tảo Chaetoceros sp
Thí nghiệm được tiến hành với 3 Môi trường (MT) trong đó:
MT1: Môi trường tổng hợp
Ba môi trường được bố trí ngẫu nhiên trong ba can nhựa có thể tích 20 lít, với mỗi môi trường được lặp lại ba lần, tổng cộng có chín can thí nghiệm Các điều kiện môi trường bao gồm: sử dụng đèn huỳnh quang 40W, nhiệt độ duy trì trong khoảng 25 - 27 độ C, độ mặn là 30‰ và mật độ ban đầu là 80 vạn tế bào/ml Chế độ chiếu sáng là 24/24 giờ.
- Thí nghiệm 2: Nghiên cứu ảnh hưởng của độ mặn tới sự phát triển của tảo
Thí nghiệm được tiến hành với 4 công thức (CT) thí nghiệm trong đó:
Các công thức được bố trí ngẫu nhiên hoàn toàn vào 4 can nhựa thể tích 20l, mỗi công thức lặp lại 3 lần tổng số can thí nghiệm là 12 can
Các điều kiện môi trường: CĐCS: đèn huỳnh quang 40W; Nhiệt độ: 25 -
27 o C; Môi trường: rút ra từ thí nghiệm 1; CKCS: 24/24h Mật độ ban đầu 80 vạn tb/ml
- Thí nghiệm 3: Nghiên cứu ảnh hưởng của mật độ ban đầu tới sự phát triển của tảo Chaetoceros sp
Thí nghiệm được thực hiện với bốn mật độ thí nghiệm là 60, 80, 100 và 120 vạn tế bào/ml, được sắp xếp ngẫu nhiên hoàn toàn trong 12 can nhựa có thể tích 20 lít, với mỗi mật độ được lặp lại ba lần.
Các điều kiện môi trường: CĐCS: đèn huỳnh quang 40W; Nhiệt độ: 25 -
27 o C; Môi trường: rút ra từ thí nghiệm 1; độ mặn rút ra từ thí nghiệm 2; CKCS: 24/24h
Thí nghiệm 4 được thực hiện nhằm áp dụng kết quả từ 3 thí nghiệm trước đó để nuôi thu sinh khối tảo Chaetoceros sp Thí nghiệm được tiến hành ngoài trời trong các bể có thể tích 4m³ và được lặp lại 3 lần để đảm bảo tính chính xác và độ tin cậy của kết quả.
2.4.3 Phương pháp thu thập số liệu
- Các số liệu được thu trực tiếp trong quá trình tiến hành thí nghiệm
- Thu thập số liệu sơ cấp: Thông qua trực tiếp bố trí thí nghiệm, quan sát theo dõi
- Thu thập số liệu thứ cấp: Số liệu từ báo cáo, tài liệu
2.4.3.1 Xác định các yếu tố môi trường
Để đảm bảo chất lượng nuôi cấy tảo, việc theo dõi nhiệt độ nước trong bình là rất quan trọng Sử dụng nhiệt kế thủy ngân để đo nhiệt độ hàng ngày, đặc biệt vào thời điểm bắt đầu cấy và khi lấy mẫu để đếm.
- pH: Dùng máy đo pH Đo vào thời điểm bắt đầu cấy và lúc lấy mẫu để đếm
- Độ mặn: Dùng khúc xạ kế để xác định độ mặn trong quá trình pha chế
2.4.3.2 Xác định mật độ tế bào bằng buồng đếm hồng cầu
Mẫu tảo được lấy l lần trong ngày vào lúc 8 giờ sáng Lượng mẫu tảo được lấy là 3 ml/lần và được cố định bằng dung dịch foormol 4%
+ Thí nghiệm được bố trí trong phòng, mẫu tảo đều được lấy 1 lần hàng ngày vào lúc 8 h, lượng mẫu lấy là 3÷4 ml mẫu/lần
Mật độ tảo được xác định bằng cách sử dụng buồng đếm Bucker, bao gồm 9 ô vuông lớn, mỗi ô có 16 ô vuông nhỏ với diện tích 0,0025 mm² và độ sâu của buồng đếm là 0,1 mm.
Số tế bào/ml = (n 1 + n 2 )/(2x20)x250x10 2 xd = (n 1 + n 2 )/160x10 4 xd
Trong đó: n1 là số tế bào đếm được ở thanh trên n 2 là số tế bào đếm được ở thanh dưới d là hệ số loãng
2.4.3.3 Phương pháp điều chỉnh độ mặn
Sử dụng “Quy tắc đường chéo” ta lập sơ đồ: a (c-b)Va c b (a-c)Vb
Trong quá trình trộn lẫn nước ngọt và nước mặn, Va và Vb đại diện cho thể tích của từng loại nước Các ký hiệu a, b và c thể hiện độ mặn của nước mặn, nước ngọt và nước sau khi trộn, tương ứng với kết quả của quá trình pha trộn này.
2.4.4 Phương pháp xử lý số liệu
- Số liệu được xử lý theo phương pháp thống kê sinh học có sử dụng phần mềm Microsoft Excel 2003 và SPSS 16.0.
Địa điểm và thời gian nghiên cứu
Phòng tảo Lab thuộc Công ty cổ phần chăn nuôi CP Việt Nam, chi nhánh Bình Định 3, thôn Xuân Thạnh, xã Mỹ An, huyện Phù Mỹ, tỉnh Bình Định
KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU VÀ THẢO LUẬN
Thử nghiệm nuôi sinh khối tảo Chaetoceros sp
Dựa trên kết quả thí nghiệm, chúng tôi đã xác định điều kiện tối ưu cho sự phát triển của tảo Chaetoceros sp Điều kiện lý tưởng để nuôi sinh khối bao gồm môi trường F2, độ mặn 30‰ và mật độ ban đầu 100 vạn tế bào/ml.
Thí nghiệm được bố trí trong các thùng có thể tích 4m 3 , đặt ở ngoài trời, có mái che để giảm bớt cường độ ánh sáng và nhiệt độ
Trong quá trình thực hiện thí nghiệm, tôi đã theo dõi sự biến động của một số yếu tố môi trường như nhiệt độ và pH trong thùng nuôi sinh khối Nhìn chung, các yếu tố này đều tương đối ổn định trong quá trình nuôi trồng sinh khối.
27 ÷ 31 o C, pH: 7,8 ÷ 8,9) và nằm trong giới hạn chịu đựng của Chaetoceros sp
* Tìm hiểu quy trình nuôi sinh khối tảo Chaetoceros sp
3.5.1 Chuẩn bị cơ sở vật chất a, Nguồn nước
Nguồn nước trước khi bơm vào bể nuôi cấy được lọc qua lưới lọc loại bỏ tạp chất hay rác thải có kích thước lớn
Nguồn nước sử dụng để sản xuất là nước lấy từ biển và nước này được bổ sung thêm muối khoáng
Nước và chất lượng nước là yếu tố thiết yếu trong việc nuôi sinh khối tảo Sau khi cung cấp nước và khí liên tục 24/24h, chúng ta tiến hành thả giống tảo vào môi trường nuôi.
Sau khi đã chuẩn bị xong nguồn nước ta phải tiến hành pha chế môi trường để nuôi tảo
Môi trường nuôi tảo Chaetoceros sp thường được phát triển từ môi trường cơ bản trong phòng thí nghiệm, với thành phần dinh dưỡng ảnh hưởng trực tiếp đến sự sinh trưởng của tảo Điều kiện khí hậu và chất lượng nguồn nước cũng đóng vai trò quan trọng trong việc xác định giá thành và chất lượng sản phẩm Thường thì, môi trường f2 được sử dụng để nuôi sinh khối tảo hiệu quả.
Môi trường nuôi sau khi sử dụng có thể được tái sử dụng để giảm chi phí sản xuất Các chất dinh dưỡng được chuẩn bị dưới dạng dung dịch pha sẵn hoặc hòa tan trực tiếp trong môi trường nuôi cấy tảo Sau khi hoàn tất, dung dịch này sẽ được đổ vào bể và khuấy trộn để đảm bảo các chất khoáng phân bố đều.
Bể nuôi tảo sinh khối có thể tích 4m³ được vệ sinh kỹ lưỡng để loại bỏ vi khuẩn, bắt đầu bằng việc rửa bằng xà phòng, sau đó xả lại bằng nước biển trước khi đưa vào nuôi sinh khối.
* Chọn giống Đây là công đoạn rất quan trọng nhằm cung cấp đầy đủ lượng thức ăn cho ấu trùng trong quá trình ương giống
Để đạt được chất lượng cao, giống tảo cần có độ thuần khiết tối ưu và trong quá trình nuôi trồng, cần kiểm soát sự phát triển của các loài tảo tạp Giống tảo này được phân lập và thu thập từ phòng tảo Lab của công ty CP Việt Nam, chi nhánh Bình Định 3.
Giống tảo được cung cấp từ phòng tảo Lab của công ty, đảm bảo chất lượng theo yêu cầu Hiện tại, cấp tảo giống đang ở pha tăng trưởng với mật độ từ 70.000 đến 80.000 tế bào/ml.
* Chăm sóc tảo nuôi sinh khối : Cấp các muối dinh dưỡng (bón phân) theo thứ tự các dung dịch đã pha sẵn
Khi mật độ tảo trong bể nuôi đạt khoảng 200 - 300 vạn tế bào/ml, hoặc khi mắt thường nhận thấy tảo có màu nâu đậm, là thời điểm thích hợp để tiến hành thu hoạch sinh khối.
Để thu hoạch tảo, sử dụng ống nhựa có đường kính 21 hoặc lớn hơn tùy theo dòng chảy Một đầu ống được buộc bằng túi lưới thu với kích thước mắt lưới từ 15-20μm, đầu còn lại thả vào bể hút nhẹ Quá trình thu thập nước tảo diễn ra liên tục trong khoảng 15-30 phút, giúp giữ lại các tế bào tảo Sau khi thu hoạch, tháo túi ra và chuyển sinh khối tảo vào xô Tiếp tục thu hoạch cho đến khi lượng nước trong bể nuôi tảo còn khoảng 1/4-1/5.
Bảng 3.8 Sự phát triển của tảo Chaetoceros sp trong điều kiện nuôi sinh khối
Ghi chú: Số liệu trình bày là giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn (SD) (vạn tb/ml) sinh khối
Thời gian (ngày) m ậ t đ ộ (v ạ n tb /m l) sinh khối
Hình 3.7 Sự phát triển của tảo Chaetoceros sp trong điều kiện nuôi sinh khối
Khi nuôi với điều kiện dinh dưỡng, độ mặn, mật độ ban đầu thích hợp tảo
Chaetoceros sp phát triển nhanh với màu sắc đẹp, từ vàng sậm đến nâu đậm Sinh khối tối đa đạt 385,08 ± 1,01 vạn tb/ml vào ngày thứ 6 của chu kỳ nuôi, trong khi pha cân bằng và pha tàn lụi kéo dài sau 10 ngày nuôi Điều này rất quan trọng cho việc cấy tảo và thu hoạch sinh khối để sử dụng Giá trị dinh dưỡng của tảo cao hơn khi thu hoạch ở giai đoạn tăng mật độ tế bào, do đó cần tiến hành pha loãng tảo sang môi trường mới và bổ sung chất dinh dưỡng khi môi trường đã cạn kiệt.
Màu sắc của dịch tảo biến đổi rõ rệt; từ vàng sậm đến vàng nâu khi đạt mật độ cực đại, và trở nên trong suốt, nhạt hơn khi tảo tàn Trong quá trình thí nghiệm nuôi sinh khối, mật độ tảo giảm từ 385,08±1,01 vạn tb/ml xuống còn 201,92 ± 1,88 vạn tb/ml, do tảo bám vào thành thùng và lắng xuống đáy Mặc dù điều kiện thời tiết thuận lợi cho sự phát triển của tảo, nhưng do đây là loài tảo nhập nội, chúng chưa hoàn toàn thích nghi với khí hậu Việt Nam, dẫn đến mật độ cực đại thấp hơn so với trong phòng thí nghiệm.
Trong nuôi trồng tảo, việc chỉ sử dụng sục khí thông thường không thể kiểm soát sự biến động của pH, vì CO2 là yếu tố chính ảnh hưởng đến mức pH Sự thay đổi mạnh mẽ của CO2 có thể dẫn đến pH tăng cao, do đó cần áp dụng các biện pháp phù hợp để duy trì pH ổn định, đảm bảo sự phát triển tối ưu cho tảo.
Và xét về khía cạnh kỹ thuật thì việc bổ sung CO 2 cũng có thể là một giải pháp nhằm hạ thấp pH, nâng cao sinh khối tảo
KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ Kết luận
1 Các yếu tố môi trường (pH, nhiệt độ ) không ảnh hưởng đến kết quả bố trí thí nghiệm
2 Môi trường dinh dưỡng có ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo
Chaetoceros sp Tảo phát triển tốt nhất ở môi trường f2 (đạt MĐCĐ 396,30±1,53 vạn tb/ml) và kém nhất ở môi trường tổng hợp (đạt 381,17±1,26vạn tb/ml)
3 Độ mặn có ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo Chaetoceros sp Tảo
Chaetoceros sp có biên độ dao động về độ mặn rộng Tảo phát triển tốt trong khoảng độ mặn 25 - 30ppt
4 Mật độ cực đại và mật độ trung bình của tảo trong các mật độ thí nghiệm với mật độ nuôi ban đầu từ 60-120 vạn tb/ml có sự khác nhau không có ý nghĩa (p>0,05) Nhưng mật độ ban đầu tốt nhất để nuôi Chaetoceros sp trong phòng thí nghiệm là 100 vạn tb/ml Tảo nuôi với mật độ ban đầu thấp có pha cân bằng ổn định hơn nuôi với mật độ ban đầu cao
5 Nuôi sinh khối tảo Chaetoceros sp với mật độ ban đầu 100 vạn tb/ml, môi trường f2, độ mặn 30‰, với các điều kiện trên tảo có thể đạt mật độ cực đại 385,08±1,01 vạn tb/ml
